pleśnie (pdf)
wersja pdf

zakładki

szukaj na psilosophy:  
   

Pleśnie

Izolacja, kultywacja, identyfikacja

(Moulds - Isolation, cultivation, identification)
by

David Malloch

© David Malloch

[ tłumaczenie: cjuchu ]

Spis Tresci:
PLEŚNIE I ICH CECHY
JAK KLASYFIKOWANE SĄ PLEŚNIE
 Skoczkowce
 Lęgniowce
 Sprzężniaki
 Workowce
 Podstawczaki
 Anamorfy
  Metody konidiogenezy
  Miejsce konidiogenezy
  Kolejność konidiogenezy
 Inne organizmy pleśniopodobne
  Bakterie
  Promieniowce
  Drożdże
  Pleśnie śluzowe
GDZIE WYSTĘPUJĄ PLEŚNIE
 Żywe rośliny
 Martwy materiał roślinny
  Rośliny zielne
  Drewno
  Liście
 Zwierzęta i ludzie
  Choroby
  Drapieżnictwo
 Gleba
 Powietrze
 Łajno
 Otoczenie ludzkie
  Pokarm
  Produkty celulozowe
  Inne produkty
  Pleśnie w środowisku pomieszczeniowym
JAK WYIZOLOWAĆ PLEŚNIE
 Techniki wyodrębniania bezpośredniego
  Transfer bezpośredni
  Komory wilgotnościowe
  Powlekanie bezpośrednie
  Powlekanie rozcieńczone
 Grzyby roznoszone drogą powietrzną
 Wabiki
  Techniki specjalne
  Techniki stresowe
  Sterylizacja powierzchniowa
  Selektywne składniki pokarmowe
  Selektywne temperatury
  Osmofilia
  Odciskanie zarodników
JAK HODOWAĆ PLEŚNIE
 Podłoże
  Podłoża stałe
  Podłoża płynne
 Kilka użytecznych podłoży
  Syntetyczne
  Półsyntetyczne
  Naturalne
 Przygotowanie podłoża
  Mieszanie
  Sterylizacja
 Hodowla
  Technika sterylna
 Usuwanie starych kultur
ZAPOBIEGANIE I LECZENIE ZAKAŻEŃ
 Środki zakażające
 Zapobieganie zakażeniom
  Zakażenia przenoszone w powietrzu
  Zakażenia ze źródeł naturalnych
  Dekontaminacja
   Metody mechaniczne
   Metody chemiczne
PLEŚNIE POD MIKROSKOPEM
 Przygotowanie szkiełek
 Kultury szkiełkowe
 Podłoża montażowe
IDENTYFIKACJA PLEŚNI
 Zastosowanie kluczy dychotomicznych
 Klucze do sześćdziesięciu powszechnych rodzajów pleśni
  Klucze dychotomiczne lub tekstowe
  Klucze obrazkowe
  Klucze do niektórych powszechnych rodzajów pleśni
   Grupa I
   Grupa II
   Grupa III
   Grupa IV
   Grupa V
  Grupy kluczy obrazkowych
   Grupa I
   Grupa II
   Grupa III
   Grupa IV
   Grupa V
OBRAZKOWY INDEKS PLEŚNI
INDEKS DO OPISÓW I ILUSTRACJI
 Acremonium
 Alternaria
 Arthrinium
 Arthrobotrys
 Aspergillus
 Aureobasidium
 Bakterie
 Beauveria
 Bipolaris
 Botrytis
 Candelabrella
 Candida
 Cephalotrichum
 Chaetomium
 Chrysonilia
 Chrysosporium
 Circinella
 Cladosporium
 Dendryphiella
 Diplodia
 Drożdże
 Echinobotryum
 Epicoccum
 Eurotium
 Exophiala
 Fusarium
 Geniculifera
 Geomyces
 Geotrichum
 Gliocladium
 Gonatobotrys
 Graphium
 Gymnoascus
 Leptographium
 Microsphaeropsis
 Monacrosporium
 Mortierella
 Mucor
 Myrothecium
 Nigrospora
 Oedocephalum
 Oidiodendron
 Paecilomyces
 Penicillium
 Pestalotiopsis
 Phialophora
 Phoma
 Pithomyces
 Pyrenochaeta
 Rhizopus
 Scedosporium
 Scopulariopsis
 Sepedonium
 Sporothrix
 Stachybotrys
 Stemphylium
 Streptomyces
 Talaromyces
 Trichocladium
 Trichoderma
 Trichophyton
 Trichothecium
 Trichurus
 Ulocladium
 Verticillium
 Wardomyces
 Zygospory Pleśniakowców
BIBLIOGRAFIA

PLEŚNIE I ICH CECHY

Pleśnie, to niewielkie pylaste plamy, często rozprzestrzeniające się na chlebie, serze, książkach, i innych rzeczach w domu, powodują w naszej gospodarce straty milionów dolarów każdego roku i co gorsze, mogą być zagrożeniem dla twojego zdrowia. By się z nimi skutecznie uporać musimy zrozumieć czym są pleśnie i co dokładnie robią.

Pleśnie są mikroskopijnymi, roślinopodobnymi organizmami, składającymi się z długich włókien nazywanych strzępkami (hyphae). Strzępki pleśni rosną na powierzchni oraz wewnątrz niemal wszystkich substancji pochodzenia roślinnego lub zwierzęcego. Ze względu na swą włóknistą konstrukcję i stały brak chlorofilu uważane są przez większość biologów za odrębne od królestwa roślin i za przedstawicieli królestwa grzybów. Spokrewnione są ze znanymi grzybami oraz muchomorami, różniąc się jedynie tym, że nie posiadają włókien łączących się w duże struktury owocnikujące. Dla naszych tutaj celów, jako pleśnie rozpatrzymy jedynie grzyby, które powszechnie napotykane są w domu i w laboratorium, a które z łatwością mogą być hodowane i badane.

Gdy strzępków pleśni jest wystarczająco wiele by były widoczne gołym okiem formują kosmatą masę nazywaną grzybnią. To strzępki i wynikająca grzybnia atakują rzeczy w naszych domach i sprawiają, że one gniją.

Pleśnie rozmnażają się poprzez zarodniki. Zarodniki są jak nasiona; gdy wylądują w odpowiednim miejscu kiełkują by wytworzyć kolonię nowej pleśni. W przeciwieństwie do nasion, są bardzo proste w budowie i nigdy nie zawierają embrionu lub jakiegokolwiek rodzaju wstępnie utworzonego potomka. Zarodniki wytwarzane są w różne sposoby i występują w oszałamiającym zakresie kształtów i rozmiarów. Mimo tej różnorodności, zarodniki mają dość stały kształt, rozmiar, kolor i formę dla każdej danej pleśni, i dlatego są bardzo użyteczne przy ich identyfikacji.

Najbardziej podstawowa różnica między zarodnikami leży w sposobie ich zainicjowania, który może być albo płciowy albo bezpłciowy. Płciowo inicjowane zarodniki są wynikiem parzenia się między dwoma różnymi organizmami lub strzępkami, podczas gdy bezpłciowe zarodniki są wynikiem prostego wewnętrznego podziału lub zewnętrznej modyfikacji pojedynczej strzępki. Rozpoznanie parzenia się i dalszego tworzenia zarodnika jest często trudne dla obserwatora, i zarezerwowane jest zazwyczaj dla cierpliwych specjalistów. Jednakże, dla celów praktycznych można nauczyć się rozpoznawać pewne oznaki procesu płciowego, mianowicie, cztery rodzaje zarodników określanych jako płciowe, które występują u grzybów pleśniowych to: (1) oospory, (2) zygospory, (3) askospory, oraz (4) bazydiospory.

Oospory (Rysunek 1) wytwarzane są gdy męskie gamety (jądra reprodukcyjne) przedostaną się do dużej kulistej komórki (oogonium) i zapłodnią wewnątrz jajeczka. Wynikiem, jak zaobserwowano w rutynowym badaniu, są liczne oogonia zawierające jedno do kilku kulistych i często brązowawych jajeczek. Oogonia są zazwyczaj przenikane przez jedną lub więcej strzępek (anterydia), które dają początek męskiemu jądru.

Zygospory (Rysunek 2 i ilustracja zygospory) nie występują wewnątrz żadnej zamkniętej struktury, lecz są wytwarzane przez bezpośrednie połączenie dwóch występków strzępkowych (suspensorów) z sąsiadujących włókien. Zygospory są zazwyczaj rozpoznawane jako duże, prawie sferyczne, często ciemno brązowe lub czarne, szorstkościenne zarodniki z dwoma złączonymi strzępkami stanowiącymi dwa parzące się gametangia (Rysunek 2c). Zygospory mogą być czasem otoczone przez kilka palcopodobnych przedłużeń z tych dwóch gametangiów.

Askospory (Rysunek 3) wytwarzane są w sferycznych lub cylindrycznych komórkach nazywanych workami (aski), najczęściej w grupach czterech lub ośmiu (rysunek 3a). Worki są zazwyczaj wytwarzane w swego rodzaju zamkniętej strukturze i stąd nie są wystawione na działanie strzępek. W kilku przypadkach worek może być zrodzony wśród strzępek i przypominać oogonia z jajeczkami, lecz nie zostaną one nigdy przeniknięte przez żadną zapładniającą strzępkę. Zapłodnienie następuje wcześnie w cyklu życiowym i nie jest widoczne w czasie wytwarzania askosporów.

Bazydiospory (Rysunek 4) zawsze są wytwarzane na zewnątrz na strukturze nazywanej podstawką. Podstawki występują w różnych formach, lecz te spotykane powszechnie u pleśni będą maczugowate i będą miały cztery do ośmiu zarodników na ostrych wypustkach na wierzchołku. Na początku może być trudno odróżnić bazydiospory od jednego z bezpłciowo inicjowanych rodzajów zarodników, lecz zawsze gdy wytwarzane na zewnątrz zarodniki systematycznie występują w grupach czterech lub ośmiu (rysunek 4) powinno się dopatrywać obecności podstawek. Jak przy askosporach, bazydiospory są wynikiem wczesnego zapłodnienia, które nie jest łatwo zaobserwować.

Zarodniki bezpłciowe występują zazwyczaj w sporangiach lub jako konidia. Sporangia są zmienionymi strzępkami lub komórkami zawierającymi wiele zarodników (sporangiosporów). Nigdy nie mają więcej niż jedną strzępkę przyłączającą, a zarodniki nie występują systematycznie w grupach czterech lub ośmiu tak jak askospory.

Konidia są najtrudniejszą grupą do scharakteryzowania ze względu na wielką różnorodność ich form. Jedyną cechą wspólną, którą posiada większość konidiów jest to, że występują na zewnętrz komórek, które je produkują. Te (konidiogenne) komórki wytwarzające konidium występują raczej wewnątrz wyspecjalizowanych lub charakterystycznych struktur, przypominających te, na których często powstają worki, jednakże, często koniecznym jest ich rozbicie by potwierdzić, że zarodniki są prawdziwymi konidiami a nie askosporami. Najczęściej spotykanym typem są konidia tworzone na strzępce, bez jakiejkolwiek złożonej struktury owocnikującej. Struktury, które całkowicie otaczają komórki tworzące konidium nazywane są piknidia, a te, które są rezultatem połączenia komórek tworzących konidium nazywane są synnemą, jeśli są dłuższe niż szersze lub sporodochium, jeśli są szersze niż dłuższe.


Spis Tresci

JAK KLASYFIKOWANE SĄ PLEŚNIE

Ściśle mówiąc, wszystkie grzyby powinny być zaklasyfikowane zgodnie z ich sposobem rozmnażania płciowego. W wielu przypadkach jest to możliwe, co pozwala rozpoznać kilka grup grzybów. Grzyby, które spotykane są najczęściej lub wyłącznie w stanie bezpłciowym tworzą szczególne problemy i omówione zostały odrębnie jako anamorfy.

Skoczkowce

Skoczkowce lub "skoczki" jak nazywane są popularnie, to grupa grzybów w większości jednokomórkowych, występujących w różnych siedliskach, począwszy od ziemi i korzeni do żwaczy krów i jeleni. Bezpłciowe i płciowe zarodniki wytwarzane są w sporangiach i wydostają się jako zoospory (pływające komórki). Ze względu na ich zasadniczo niestrzępkową naturę i często niezwykłe wymagania rozwojowe, Skoczkowce są rzadko napotykane jako pleśnie.

Osobnik na fotografii powyżej jest umieszczony na czubku ziarna pyłku sosny. W rzeczywistości jest to łatwy sposób na zbieranie i badanie skoczków. Wiele roślin, wliczając sosnę i inne drzewa szpilkowe, wytwarza dużą ilość pyłku w krótkim okresie czasu. Pyłek ten może być zebrany w małe butelki i wysuszony na późniejszy użytek. Naprósz pyłek bardzo oszczędnie na powierzchnię odrobiny wody ze stawu w naczyniu. Przez następne kilka dni badaj pyłek pod mikroskopem w celu wykrycia skoczków.

Lęgniowce

Wszyscy przedstawiciele tej grupy rozmnażają się poprzez jajeczka oogoniów. Strzępki posiadają kilka lub brak poprzecznych ścian (sept) i dlatego wyglądają jak długie, przezroczyste rurki. Jeśli strzępka zostanie przerwana, większość zawartości wyleci. Wiele lęgniowców rozmnaża się bezpłciowo poprzez zoospory, które są ruchome i mogą dość szybko pływać. Ze względu na swoje ruchome zoospory, lęgniowce potrzebują zazwyczaj wody do rozmnażania i często spotykane są w wodzie lub mokrej ziemi.

Rysunek 1 - Lęgniowce.
A: zoosporangia gatunku Saprolegnia
B: zoosporangia gatunku Pythium
C: oogonia i anterydia gatunku Saprolegnia

Łatwym sposobem na zobaczenie lęgniowców jest podgrzanie kilku nasion sezamu aż "strzelą" a następnie puścić trzy lub cztery na powierzchnię odrobiny wody ze stawu w naczyniu. Po kilku dniach lęgniowce utworzą wokół tych nasion gruby biały porost. Jeśli przypatrzysz się uważnie dostrzeżesz uwalnianie zoosporów.




Oogonia gatunku Saprolegnia, wyizolowane z Jaskini Ramioul w Belgii.

Sprzężniaki

Jak wskazuje ich nazwa, wszystkie te grzyby wytwarzają zygospory (sprzężniaki = zygomycota - przyp.tłum.) Przypominają lęgniowce posiadaniem strzępek, którym zazwyczaj brak ścian poprzecznych lub sept, lecz różnią się brakiem ruchomych zarodników. Rozmnażanie bezpłciowe następuje przez sporangia lub konidia. Przedstawiciele tej grupy są zazwyczaj lądowi i będą spotykani w warunkach wodnych jedynie sporadycznie.

Sprzężniaki są łatwe do obserwowania. Wyrosną niezmiennie jeśli truskawki lub maliny posypiemy ziemią. Wszelkie próby wyizolowania grzyba z ziemi (patrz rozdział JAK HODOWAĆ PLEŚNIE) ujawnią liczne sprzężniaki.


Spis Tresci

Rysunek 2a - Sprzężniak
A: sporangia gatunku Mucor
B: okółek sporangiów gatunku Absidia
C: zygospor gatunku Zygorhynchus
D: sporangiofor i sporangiola gatunku Cunninghamella


Rysunek 2b - Syncephalis, przedstawiciel Sprzężniaków pasożytujący na innym sprzężniaku.

Workowce

Wszystkie workowce posiadają askospory powstające wewnątrz worków. Strzępki zawsze mają wiele sept. Rozmnażanie bezpłciowe zachodzi poprzez konidia, którym zawsze brak ruchliwości. Mimo że większość workowców jest naziemnych, niektóre występują w słodkiej wodzie lub w siedliskach morskich.

Workowce są wszędzie i mogą być zbierane przez cały rok. Maleńkie czarne kropki na butwiejącym drewnie i liściach lub małe miseczki na porostach często okazują się idealnymi przykładami.

Rysunek 3 - Workowce
A: trzy rodzaje worków: cylindryczne, maczugowate, i sferyczne.
B: faza wstępna rozmnażania płciowego.
C: przekrój perytecjum w kształcie kolby zawierającego worki cylindryczne.

Podstawczaki

Ta duża grupa, obejmująca grzyby i purchawki, charakteryzuje się obecnością podstawek i bazydiosporów. Tak jak workowce, z którymi są spokrewnione, podstawczaki posiadają strzępki z septą i nie mają ruchomych zarodników. Strzępki wielu podstawczaków posiadają charakterystyczne zgrubienia, zwane połączeniami zlepnymi, które odgrywają wyspecjalizowaną rolę w migracji jądrowej. Zarodniki bezpłciowe, po uformowaniu, wytwarzane są jako konidia. Większość podstawczaków jest naziemna.

Rysunek 4a - Podstawczaki
A: czterozarodnikowa podstawka niepodzielona (holobasidium); zauważ połączenia zlepne na każdej ścianie poprzecznej.
B: dwa typowe bazydiospory, u góry widok boczny, u dołu widok od przodu.
C: czterokomórkowe, krzyżowa podstawka typowa dla wielu grzybów galaretowych.
D: ośmiozarodnikowe holobasidium typowe dla gatunku Sistotrema; zarodniki zostały uwolnione.




Rysunek 4b - Rysunek ukazuje rolę połączenia zlepnego w ułatwianiu migracji jądrowej.

Anamorfy

Grupa ta obejmuje dużą liczbę grzybów znanych z rozmnażania bezpłciowego za pomocą konidiów i jest jak dotąd najważniejsza w badaniu pleśni. Struktury rozmnażania bezpłciowego tych fungusów nazywają się anamorfy, co wraz ze strukturami rozmnażania płciowego lub teleomorfami, składa się na holomorf lub całego fungusa. Do pojawienia się niedawno praktycznej metodologii genetycznej, wiele grzybów znanych jedynie jako anamorfy nie mogło zostać przekonywująco zaklasyfikowanych do workowców lub podstawczaków, do których bez wątpienia należały. Mikolodzy długo stosowali system klasyfikacji, który zezwalał nazywać anamorfy oddzielnie od holomorfów, których część tworzą. W wyniku tego, wiele grzybów mogło mieć dwie różne nazwy. Na przykład, nazwa Eurotium repens dotyczyła holomorfów z zarówno askosporami jak i konidiami, podczas gdy Aspergillus repens dotyczyła jedynie anamorfu tego samego fungusa. Aktualne postępy w sekwencjonowaniu nukleotydów pozwalają obecnie na dość dokładne taksonomiczne ulokowanie gatunku, a od 1 stycznia 2013 system podwójny dobiegł końca. Trzymamy się teraz bardziej intuicyjnej koncepcji "Jeden Fungus - Jedna Nazwa". Przekopywanie podwójnych nazw od ponad wieku wymaga czasu i mikolodzy stosują tymczasowo stary system, lecz co prawda w sensie nieformalnym. Kiedy już wszystkie podwójnie nazwane gatunki zostaną posortowane mikolodzy odetchną z ulgą.

Anamorfy ukazują znaczne zróżnicowanie strukturalne i mogą być zaklasyfikowane lub opisane według trzech atrybutów: 1) metody wytwarzania konidium (konidiogenezy), 2) umiejscowienia konidiogenezy, oraz 3) kolejności konidiogenezy (Patrz rysunki 5 i 6).


Spis Tresci

Metody konidiogenezy

Wytworzenie konidium wymaga przekształcenia części komórki w oddzielny zarodnik. Czasem strzępka lub komórka zostaje podzielona przez septę na jedną lub więcej segmentów. Oddzielone komórki następnie grubieją, pęcznieją i ostatecznie oddzielają się. Ten rodzaj konidiogenezy, gdzie septa pojawia się przed zainicjowaniem konidium nazywa się taliczna (thallic) (Rysunek 5A, C). Gdy nowe, zapoczątkowane konidium zaczyna pęcznieć lub grubieć, a następnie jest odcinane przez septę, konidiogeneza nazywa się blastyczna (Rysunki 5B, D; 6). Gdy ścianka konidium stanowi ciągłość z komórką, która go wytworzyła, jest nazywana holotaliczna (gdy jest taliczna) (Rysunek 5A) lub holoblastyczna (gdy jest blastyczna) (Rysunek 5B). Gdy w konidiogenezę zaangażowane są jedynie wewnętrzne ścianki komórki dźwigającej konidium, stosowany jest przedrostek "entero-", co skutkuje terminami enterotaliczna (Rysunek 5C) oraz enteroblastyczna (Rysunek 5D). Chociaż enterotaliczne rodzaje są rzadkie, typy enteroblastyczne są prawdopodobnie najpowszechniejszymi ze wszystkich i są reprezentowane przez wszechobecne fialidy.

Poniższe rodzaje, zilustrowane pod koniec tego dokumentu, obrazują cechy tego działu:

Holoblasty: Botrytis, Geniculifera, Trichocladium

Enteroblasty: Acremonium, Bipolaris, Penicillium

Holotaliczne: Geotrichum, Oidiodendron

Miejsce konidiogenezy

Konidiogenezę można zazwyczaj przypisać do określonego punktu lub miejsca na komórce konidiogennej. Jeśli punkt ten pozostaje nieruchomy i stwarza więcej konidiów mówi się, że jest stabilny (rysunek 5D). Jeśli kolejne konidia są wytwarzane w nowych punktach na komórce, mówi się, że miejsce konidiogenezy jest dynamiczne. Dynamiczne miejsca mogą się stopniowo wydłużać i są nazywane progresywnymi (rysunek 6C), lub przemieszczać się w kierunku podstawy komórki konidiogenezy i są retrogresywne (rysunek 6B). Zazwyczaj konieczne jest zbadanie kilku komórek by "zrekonstruować" miejsca kolejnych wytworzeń zarodnika.

Poniższe demonstrują typy miejsc:

Stabilne: Aspergillus, Monacrosporium

Dynamiczne-progresywne: Arthrobotrys, Scopulariopsis, Stemphylium

Dynamiczne-retrogresywne: Arthrinium, Geotrichum

Kolejność konidiogenezy

Jeśli na komórce konidiogennej wytwarzane jest tylko pojedyncze konidium (rysunek 6A), trudno mówić o kolejności. Jeśli jednak wytwarzane jest więcej niż jedno, mogą pojawiać się albo równocześnie (rysunek 5A, B, C) albo kolejno (tj. jeden po drugim) (rysunek 5D; 6B, C).

Poniższe ilustrują rodzaje kolejności:

Samotne: Monacrosporium

Wielokrotne, równoczesne: Botrytis, Oedocephalum

Wielokrotne, kolejne: Cladosporium, Phialophora, Ulocladium

Rysunek 5 - Konidiogeneza I
A: holotaliczna; wiele konidiów jest wytwarzanych równocześnie.
B: holoblastyczna; wiele konidiów jest wytwarzanych równocześnie.
C: enterotaliczna; wiele konidiów jest wytwarzanych równocześnie.
D: enteroblastyczna; wiele konidiów jest wytwarzanych kolejno ze stałego miejsca.



Rysunek 6 - Konidiogeneza II
A: holoblastyczna; konidium jest samotne.
B: holoblastyczna; wiele konidiów jest wytwarzanych kolejno z miejsca retrogresywnego.
C: holoblastyczna; wiele konidiów jest wytwarzanych kolejno z miejsca progresywnego.


Spis Tresci

Inne organizmy pleśniopodobne

Przy rutynowej pracy często napotykamy organizmy, które podobne są do pleśni lecz nie pasują do naszej ścisłej definicji tego terminu. Albo organizm nie jest nitkowaty, albo jest nitkowaty lecz nie jest dokładnie fungusem. W kategorii tej możemy umieścić cztery grupy organizmów; bakterie, promieniowce, drożdże i śluzowce.

Bakterie

Bakterie reprezentują bardzo starą grupę organizmów, mającą być może nawet 4 miliardy lat. Kolonie bakterii składają się z maleńkich komórek podobnych do zarodnika, które razem tworzą oślizłą masę. Kolonie takie nigdy nie zawierają strzępek i w ten sposób łatwo je odróżnić od faktycznych pleśni. Komórki bakteryjne, rzadko o średnicy większej niż 1 µm, są trudne do badania, nawet dobrym mikroskopem, i najlepiej widoczne są po zabarwieniu. Wiele bakterii jest ruchliwa i energicznie pływa.

Promieniowce

Organizmy te są zazwyczaj zaklasyfikowane jako bakterie lecz posiadają włókna jak grzyby. Jednakże włókna są rzadkie i mają średnicę większą niż 1 µ, i w ten sposób są znacznie węższe niż włókna pleśni. Streptomyces, jedyny rodzaj promieniowca występującego powszechnie jako "pleśń", wytwarza szare do jasnokolorowych proszkowatych kolonii, zazwyczaj o zapachu podobnym do ziemi.

Drożdże

Drożdże są prawdziwymi grzybami, lecz przez brak strzępek nie mogą być zaklasyfikowane jako pleśnie. Przypominają bakterie przez formowanie ciastowatych lub śluzowatych kolonii zarodnikopodobnych komórek, lecz różnią się tym, że komórki te są znacznie większe, zazwyczaj o szerokości 2µm lub większej. Rozmnażanie drożdży zachodzi zazwyczaj przez pączkowanie, proces, w którym z komórki rodzica powoli wyrasta mniejsza komórka.

Pleśnie śluzowe

Pleśnie śluzowe normalnie występują na kłodach i innych materiałach naturalnych lecz w laboratorium jako "pleśnie" występują sporadycznie. Komórkowe pleśnie śluzowe, najczęściej występujące w laboratorium, w części cyklu życia posiadają amebopodobne komórki pełzające, a w kolejnej struktury sporangiopodobne. Najbardziej przypominają członków Pleśniaka z rodzaju Sprzężniaków (Zygomycete), lecz różnią się zupełnym brakiem strzępek. Śluzowce (Myxomycetes), kolejna grupa pleśni śluzowych, występuje na butwiejącym drewnie i roślinach w bardzo różnych siedliskach. Te na zdjęciu poniżej rosły na starej kłodzie pokrytej mchem.


Spis Tresci

GDZIE WYSTĘPUJĄ PLEŚNIE

Niemal każdy materiał naturalny, nie ważne jak mały, będzie wspierał rodzimą populację pleśni. Pleśnie są częścią gospodarki natury, szybko zajmują martwe lub prawie martwe materiały i oddają je w postaci podstawowych elementów konstrukcyjnych nowym organizmom. Jako takie, są one niezbędne dla tego, co biologowie nazywają cyklem związków odżywczych, procesem, w którym związki odżywcze nigdy nie opuszczają królestwa istot żywych, lecz są po prostu używane raz po raz; z ziemi do ziemi, z prochu powstałeś, w proch się obrócisz.

Uznając, że pleśnie są wszędzie, korzystnym jest sklasyfikowanie ich siedlisk na szereg kategorii w oparciu o cechy żywieniowe. Pleśnie mają wyspecjalizowane wymagania żywieniowe i zazwyczaj nie zapuszczają się za daleko od swych zwyczajowych siedlisk: występowanie grzybów, które naturalnie rozkładają wodorosty morskie na plaży nie będzie oczekiwane na spleśniałym chlebie w kuchni. Rywalizacja wśród pleśni posiadających podobne wymagania odżywcze jest intensywna i nie pozostawia miejsca dla pleśni zaadaptowanych do innego siedliska.

Oprócz barier odżywkowych i konkurencyjności, ograniczeniu siedliska pleśni sprzyjają inne czynniki. Najbardziej istotne jest rozsiewanie zarodników. Mimo że większość pleśni zdaje się wytwarzać astronomiczne ilości zarodników, praktykują one w rzeczywistości, ścisłą gospodarkę. W ich bardzo konkurencyjnym życiu nie może być zbyt wiele marnotrawienia; w każdej minucie musi być dobrze spożytkowane nieco energii lub zwycięży bardziej wydajny organizm. Tak więc pleśnie wyprodukują jedynie tyle zarodników by zapewnić reprodukcję swego gatunku z roku na rok. Jeśli pleśń włożyłaby nieproporcjonalną ilość energii w wytwarzanie zarodników, musiałoby to być kosztem jakiejś innej aktywności, takiej jak gwałtowny wzrost. Gospodarowanie przy wytwarzaniu zarodników najlepiej zapewniają mechanizmy ich rozsiewania nadające wysokiego prawdopodobieństwa spotkania odpowiednich miejsc do wykiełkowania i wzrostu. Istnieje wiele różnych mechanizmów stanowiących wielką różnorodność zarodników i struktur wytwarzających zarodniki napotykanych u pleśni.

W wielu przypadkach, pleśnie żyjące ze sobą w określonych siedliskach posiadają podobne metody rozsiewania zarodników, nawet gdy same pleśnie nie są blisko spokrewnione, odzwierciedlając zamysł, iż wiele struktur organizmów jest podobnych raczej ze względu na wspólne naciski ekologiczne niż wspólne pochodzenie. W ten sposób ponownie dochodzimy do podstawy podziału siedlisk, oraz, jak później zobaczymy, również do podstawy stosowania pewnych technik do izolowania i kultywacji pleśni.


Spis Tresci

Żywe rośliny

Większość chorób roślinnych jest powodowana grzybami. Największą grupą pasożytów roślinnych są rdze, wysoce wyspecjalizowana grupa organizmów, które rosną niezwykle wolno w laboratorium i są poza zwyczajową definicją pleśni. Pleśnie proszkowe, jak kolonie Uncinula circinatum, pasożytujące na liściu klonu poniżej, nigdy nie zostały wyhodowane poza swymi roślinnymi gospodarzami. Niektóre grzyby chorób roślinnych są łatwiejsze do wyhodowania lecz są tak wyspecjalizowane jak pasożyty, które rzadko pojawiają się w laboratoriach innych niż laboratorium patologa roślinnego. Wiele z tych grzybów ma raczej ścisłe wymagania żywieniowe by wywołać zarodnikowanie i zwykle widzi się je w uprawie jedynie jako sterylne strzępki.

Grzyby chorób roślinnych najpowszechniej napotykane jako pleśnie to te, które nie mają pasożytniczych etapów w swych cyklach życiowych. Grzyby te zazwyczaj dobrze rosną i zarodnikują w laboratorium. Przykładami są gatunki Phoma, Fusarium, Bipolaris, Graphium, Pestalotiopsis, oraz Monilia.

Większość grzybów pasożytniczych nie wytwarza wielkiej ilości zarodników i prawdopodobnie są one przenoszone na niezainfekowane rośliny przy pomocy dość specyficznych środków. Te, które posiadają stadia wilgotnych zarodników, takie jak Phoma, Fusarium, Pestalotiopsis, oraz Ustilago (głownia), są przypuszczalnie przenoszone przez owady lub inne stawonogi, takie jak roztocza. Inne grzyby, takie jak Cladosporium, i Monilia, wytwarzają duże ilości suchych zarodników, i zdają się być rozsiewane wiatrowo.

Również niezwykłe są grzyby atakujące rośliny osłabione starzeniem lub chorobą. Najeźdźcy tacy nie są prawie pasożytami w ścisłym znaczeniu. Wiele z tych grzybów jest obecnie uważana za "endofity", organizmy, które wnikają w tkanki roślinne gdy te wciąż są zdrowe i pozostają tam w stanie uśpionym dopóki tkanka nie zostanie osłabiona lub nie obumrze. Obecnie niektórzy ekolodzy postrzegają te endofity nie jako pasożyty lecz jako pierwszych przybyszów w długiej kolejności rozkładu organizmów. Może do nich należeć wiele gatunków Alternaria, Botrytis, Cladosporium, Fusarium, oraz Ulocladium.


Spis Tresci

Martwy materiał roślinny

Rośliny zielne

Pleśnie występujące na martwych roślinach zielnych często są tymi samymi gatunkami atakującymi te, które umierają. A zatem ponownie możemy wymienić Alternaria, Cladosporium, oraz inne, jak również kilka nowych, takich jak Epicoccum i Candida. W klimatach umiarkowanych, gdzie wiele roślin jesienią umiera, ma wtedy miejsce niesamowity przypływ aktywności pleśni. Ponieważ martwy materiał roślinny jest tak liczny, nie są konieczne precyzyjnie dostrojone mechanizmy rozsiewania i pleśni po prostu uwalniają swe zarodniki na wietrze. Prawdopodobieństwo, że zarodnik, na przykład Cladosporium, upadnie na martwą część rośliny na jesieni jest bardzo duże.

Specjalizacja żywieniowa dyktuje, że różne rośliny wspierają różne grzyby, i tak na przykład stwierdzamy, że martwe trawy produkują odmienną florę pleśni niż martwa trojeść lub gorczyca, przynajmniej w częściowym zakresie.

Drewno

Martwe drewno jest dobrym źródłem pleśni i zapewnia dwa odrębne siedliska, w zależności od tego, czy jest pokryte korą czy nie. Pleśnie występujące pod korą zwalonych i stojących drzew nie mogą rozsiać swych zarodników w powietrze i do ich przenoszenia wykorzystują najczęściej owady i roztocza. Mimo że, jak można by oczekiwać, wiele posiada wilgotne zarodniki idealne do przylepiania się do ciał ich roznosicieli, niektóre posiadają suche zarodniki, które zdają się być więzione we włoskach ciała zwierzęcia. Widziałem setki zakrzywionych, suchych askosporów Fragosphaeria purpurea uwięzionych we włoskach na plecach roztoczy pod korą klonów w Ontario. Często pleśnie pod korą martwych stojących drzew różnią się od tych z drzew zwalonych.

Powierzchnia drewna nie pokrytego korą posiada często odrębne społeczności pleśni. Chociaż w tej sytuacji możliwe jest rozprowadzanie zarodników drogą powietrzną i najwidoczniej często ma to miejsce, pleśnie o zarodnikach wilgotnych również są liczne. Ponownie, stojące i zwalone drzewa wspierają różne grzyby. Świeżo ścięte drzewo jest dobrym źródłem pleśni powodujących zjawisko zwane sinizną. Pleśnie te, powszechne w składach tarcicy jako niebieskawe do czarnych przebarwień drewna, wytwarzają wysokie struktury sporulujące, dźwigające mokre krople zarodników, przenoszonych przez owady. Blisko spokrewnione gatunki zajmują tunele i korytarze uformowane przez żuki pod korą żyjących i świeżo obumarłych drzew.

Liście

Martwe lub obumierające liście drzew żywią pleśnie podobne do tych z roślin zielnych, z pewnymi znacznymi wyjątkami. Jednakże liście drzew zdają się żywić kilka kolonii Alternaria i Cladosporium, często umożliwiając w ten sposób lepszą szansę zaobserwowania wolniej rosnących lub rzadszych grzybów. Na przykład w Ontario, opadłe liście jesionu żywią grzyb wielkości szpilki o nazwie Marasmius minutus, który nigdy nie występuje na roślinach zielnych.

Liście zanurzone w wodzie żywią wiele pleśni o niezwykłej formie zarodników. Zarodniki mogą być jak igła, zwinięte jak sprężynka zegarka, lub zwinięte w struktury w kształcie beczki, które podskakują na powierzchni wody i odpływają. Inne posiadają trzy lub cztery wąskie ramiona i wyglądają jak dżaksy (jacks - ) z dwoma lub trzema brakującymi ramionami. Pleśnie te mogą być badane poprzez zanurzenie liści w misce z wodą i ich energiczne zamieszanie. Po kilku minutach zarodniki wypłyną na powierzchnię, gdzie mogą być zebrane w kropli wody. Najlepsze wyniki uzyskuje się z liści, które w siedlisku naturalnym będą później prawdopodobnie zanurzone lecz jeszcze nie są.


Spis Tresci

Zwierzęta i ludzie

Choroby

Wiele chorób ludzi i zwierząt powodowana jest przez pleśni i grzyby drożdżopodobne (Rysunek 7). Wiele znanych jest jedynie z tego siedliska i jest dość wyspecjalizowana. Godne uwagi są pleśnie zwane dermatofitami, przyczyna wielu chorób skóry, takich jak liszaj obrączkowy i grzybica stóp. Fungus rośnie na najbardziej zewnętrznej warstwie skóry, powodując zaczerwienienie tkanek otaczających (typu zoofilnego) a czasem łuszczenie (typu antropofilnego). Dermatofity nie atakują normalnie głębszych tkanek; objawy następują zazwyczaj w wyniku reakcji alergicznej. Ze względu na ich zasadniczo niepasożytniczą naturę, dermatofity są zazwyczaj łatwe do wyhodowania w laboratorium. Wiele blisko spokrewnionych gatunków występuje na substancjach podobnych do ludzkiej skóry, takich jak skóra wyprawiona, pióra, włosy, oraz rogi, i są niemożliwe do wyhodowania na żywych zwierzętach lub na człowieku. Prawdopodobnie najpowszechniej izolowanymi dermatofitami są gatunki Microsporum (Rysunek 7A, Trichophyton, oraz Epidermophyton.

Kilka grzybów może występować na żywych tkankach i powodować poważne choroby a nawet śmierć. Wiele takich organizmów znanych jest jedynie u osób, które mają niską odporność na choroby, z powodu przebytego zakażenia, AIDS, podeszłego wieku, lub innych czynników. Najczęściej, infekcje tymi grzybami występują gdy normalne populacje bakterii zostaną wyeliminowane z ciała przez stosowanie antybiotyków. Bez konkurencji ze strony bakterii grzyby te zajmują tkanki i gwałtownie rosną, często powodując znaczne uszkodzenia.

Inne grzyby atakują zdrowe tkanki żywe bez pomocy antybiotyków, powodując bardziej miejscowe lecz bardzo poważne infekcje. Histoplazmoza, choroba z objawami podobnymi do objawów tuberkulozy, powodowana jest przez Histoplasma capsulatum (Rysunek 7C), pleśń związana w naturze z ptasimi gniazdami. Często zgłaszana jest u idealnie zdrowych ludzi, wystawionych na działanie pyłu z materiałów lęgowych, jak na przykład podczas burzenia starych stodół.

Badanie grzybów ważnych z punktu medycznego leży poza zakresem tej książki i nie będzie dalej omawiane. Istnieje kilka dobrych książek zajmujących się grzybami medycznymi z mikologicznego (niż raczej medycznego) punktu widzenia. Użyteczne są zwłaszcza Hoog i Guarro, 1995; McGinnis (1980) oraz St-Germain i Summerbell, 1996.

Rysunek 7 - Niektóre grzyby o znaczeniu medycznym.
A: Microsporum, czynnik sprawczy liszaja obrączkowego i innych chorób skóry.
B: Blastomyces dermatidis, czynnik sprawczy blastomikozy północnoamerykańskiej.
C: Histoplasma capsulatum, czynnik sprawczy histoplazmozy.

Jedną z najbardziej niszczycielskich chorób zwierzęcych, która pojawiła się w ostatnich latach jest "Syndrom Białego Nosa" u zimujących nietoperzy. Choroba ta, powodowana przez Geomyces destructans jest obecnie znana w dużej części wschodniej Ameryki Północnej, gdzie drastycznie zredukowała ilość nietoperzy. Niektórzy naukowcy zasugerowali, że gatunek w rodzaju małego brązowego nietoperza może zostać prawie wytępiony z większości jego geograficznego zasięgu występowania. Fungus pojawia się na zimujących nietoperzach podczas zimy, powodując, że kilka razy się budzą. Uważa się, że gdy się budzą spalają wartościowe rezerwy tłuszczu, niezbędne do przetrwania aż do powrotu owadów latających na wiosnę. Zakażone nietoperze próbują opuścić jaskinie by posilić się późną zimą i zamarzają lub zagładzają się na śmierć. Zdjęcie poniżej ukazuje dwa zainfekowane nietoperze sfotografowane w starej kopalni w New Brunswick, w Kanadzie. Fungus widoczny jest w postaci białych kół z każdej strony nosów zwierząt.

Drapieżnictwo

Niektóre pleśnie łapią w rzeczywistości małe (zazwyczaj mikroskopijne) zwierzęta. Najlepiej znane są te, które łapią nicienie i nematody (po doskonałe sprawozdanie tych grzybów patrz Barron [1977]). Pułapki wytwarzane przez te grzyby składają się z pętli, sieci włókienek, lub guzków oraz gałęzi. Niektóre przypominają dobrze znane muchołówki, i sprężynują w kontakcie z nicieniem. Gdy robak wpełznie w pierścień jednego z tych grzybów, pierścień gwałtownie się kurczy, trzymając ciasno nicienia. Na początku robak gwałtownie walczy, lecz wkrótce nieruchomieje i jest ogarniany przez włókienka pleśni. U innych gatunków, pętle i gałęzie są lepkie i mocno trzymają nicienia jak tylko ich dotknie.

Druga grupa łapaczy nicieni wytwarza zarodniki, które połykane są przez robaka, kiełkujące później w przełyku. Przynajmniej jeden gatunek posiada skomplikowany mechanizm wstrzykiwania, który po wystrzeleniu, wciska małą porcję zarodników w tkanki z boku nicienia.


Spis Tresci

Gleba

Gleba jest jednym z najpowszechniej badanych siedlisk pleśni. Jest źródłem chorobotwórczych grzybów roślin, niektórych chorobotwórczych grzybów człowieka, grzybów pasożytniczych, oraz gości formy, które powodują przekształcanie materiału martwych roślin i zwierząt w glebę.

Gleba nie jest substancją jednorodną; w rzeczywistości, jest tak złożona, że badanie gleby jest odrębną nauką. Naukowcy rozpoznają kilka warstw gleby, zaczynając od powierzchni i idąc w dół. Są nimi:

Warstwa L - warstwa na powierzchni gleby składająca się z nierozłożonej ściółki roślinnej. Pochodzenie ściółki jest oczywiście rozpoznawalne.

Warstwa F - warstwa z rozpoznawalnym lecz częściowo rozdrobnionym lub zbutwiałym materiałem roślinnym.

Warstwa H - warstwa zawierająca wiele materiału pochodzenia roślinnego, lecz o nierozpoznawalnych już strukturach indywidualnych.

Warstwa A - warstwa z obecnym materiałem roślinnym lub organicznym lecz nierozpoznawalnym jako takim lub dobrze wymieszanym z iłem (mieszanką piasku, mułu i gliny).

Warstwa B - warstwa mineralna zawierająca niewiele materii organicznej.

Warstwa C - skała mateczna z której pochodzi warstwa mineralna.

Naturalnie warstwy te nie zawsze są wyraźne, i krzyżują się ze sobą, bardziej lub mniej równomiernie. Niektóre gleby, zwłaszcza rolnicze, zupełnie nie są rozwarstwione. Gleby różnią się od siebie rodzajem materiału roślinnego, który na nie spada; względnymi proporcjami piasku, mułu, oraz gliny w komponentach mineralnych; zawartością wilgoci; względną kwasowością lub zasadowością (pH); oraz wieloma innymi cechami.

Ponieważ grzyby są wysoce wyspecjalizowanymi użytkownikami substancji organicznych, różnią się w zależności od gleby oraz głębokości. Są całkowicie zależne od rodzaju materiału spadającego na glebę: fungus wyspecjalizowany w liściach dębu prawdopodobnie nie skolonizuje igły sosny. Już ten czynnik będzie przyczyną wielu różnic między populacjami pleśni dwóch gleb. W dodatku grzyby mogą być wrażliwe na poziom wilgoci, pH, konkurencję innych organizmów, oraz wiele innych wpływów.

Gdy liść opada na glebę rozdrabniany jest przez stawonogi i trawiony przez mikroorganizmy. Stopniowo zostaje pogrzebany pod nowszymi pokoleniami liści i w ten sposób przesuwa się w niższe warstwy gleby. Podlega on nieustannemu rozkładowi przez pleśnie, bakterie i inne organizmy aż w końcu znika (gdzieś w warstwie B). Grzyby, które pierwsze naruszą liść, często gdy wciąż jest na drzewie, będą na nim rosły aż wyczerpie się konkretny związek odżywczy, którego potrzebują a wówczas zamierają i zostają zastąpione nowymi grzybami wydobywającymi to, czego one potrzebują z liścia. W ten sposób, liść przesuwając się przez warstwy gleby będzie miał na sobie serie pleśni, z których każda zastępuje poprzednią populację. Ta zmiana populacji w miarę starzenia się i zmieniania siedliska nazywa się sukcesją i jest obiektem wielu badań i dyskusji wśród ekologów.

Choć mamy skłonność myśleć o grzybach glebowych jako o reducentach ściółki, odgrywają również wiele inny ról. Wiele związanych jest ze zwierzętami i produktami zwierzęcymi i może chwytać nicienie oraz inne zwierzęta glebowe, lub rozkładać martwe ciała owadów i dżdżownic. Niektóre naruszają porzucone pióra i sierść, i przynajmniej jedna grupa specjalizuje się w starych kopytach i rogach.

Żywe rośliny za pośrednictwem swych korzeni oferują atrakcyjne siedlisko dla grzybów zamieszkujących glebę. Niektóre żyją wokół korzenia i rozkładają martwe warstwy korzenia lub substancje wydzielane przez korzeń. Inne naruszają żywą tkankę korzenną i albo powodują chorobę rośliny albo żyją z nią w harmonii. Ta ostatnia sytuacja dotyczy formy symbiozy zwanej mikoryzą, gdzie korzeń i grzyb korzystają z siebie nawzajem. W rzeczywistości większość grzybów mikoryzowych i roślin nie może żyć oddzielnie. Jedynie kilka gatunków roślin jest niezmiennie wolna od tego związku.


Spis Tresci

Powietrze

Powietrze, oczywiście, nie jest siedliskiem dla pleśni, choć wiele rozprzestrzenia swe zarodniki dzięki prądom powietrznym i jest napotykane w rutynowej pracy.

Grzyby posiadają różne mechanizmy na wyrzucanie zarodników w powietrze. Najprostszą jest wystawienie suchych mas zarodników na prądy powietrzne. Wiele pleśni stosuje tę metodę, zwłaszcza te, które kolonizują odsłonięte liście i łodygi. Tym rodzajem rozsiewania odznaczają się gatunki Alternaria, Cladosporium, oraz niektóre z podstawczaków zwane śnieciami. Gatunki te zazwyczaj produkują wielkie ilości zarodników, wydatek konieczny, jeśli przynajmniej kilka losowo rozproszonych zarodników ma wylądować na odpowiednim miejscu i wyrosnąć.

Workowce i podstawczaki są zazwyczaj zdolne do wystrzelenia swych zarodników w powietrze. Workowce są jak korkowiec: ciśnienie wody wewnątrz worka zwiększa się coraz bardziej aż zarodniki zostają wystrzelone z końca ze znaczną prędkością. Askospory mogą w rzeczywistości zostać wystrzelone z końca worka na odległość kilku centymetrów, cudowna cecha, zważywszy na mikroskopijny rozmiar tych mechanizmów. Odpowiednikiem w naszej skali byłoby wystrzelenie 30 cm pocisku na odległość 6 km, cecha wymagająca 105 mm haubicy! Przy takim mechanizmie workowce nie muszą być wystawione bezpośrednio na wiatr lecz mogą rosnąć w miejscach, które pozwalają ich wypuszczonym zarodnikom ulecieć w powietrze. Dlatego workowce są często znajdowane bliżej gruntu niż inne organizmy rozrzucane drogą powietrzną.

Podstawki wypuszczają swoje zarodniki z końcówek małych wypustek zwanych sterygmatami. Zarodniki takie, zwane czasem balistospory, nie są wystrzeliwane bardzo daleko, jedynie na tyle daleko by oczyścić powierzchnię podstawki i strukturę owocnikującą. Struktury owocnikujące podstawczaków mogą mieć mikroskopijny rozmiar i posiadać jedynie kilka podstawek lub mogą być bardzo duże, tak jak u grzybów i hub. Te ostatnie grzyby często kontynuują produkcję zarodników w czasie pory wzrostu i mogą ich wytworzyć oszałamiającą ilość. Jeden z najbardziej płodnych z nich, Lakownica spłaszczona, Ganoderma applanatum (ang. "fungus artysty"), może rozrzucić swe powietrzne zarodniki na wiele kilometrów od lasu gdzie rośnie. Podobne do podstawczaków są mniejsze drożdże, grupa drożdży, która wytwarza balistospory na pojedynczej sterygmacie. Większość podstawczaków nie występuje normalnie jako pleśnie, i tak naprawdę jest tutaj poza naszym zainteresowaniem, lecz kilka, takich jak Sistotrema brinkmanii, może być napotkana w laboratorium.

Niektóre zarodniki są roznoszone w powietrzu przez mechanizm znany jako przyleganie kropelkowe, proces zależny od obecności maleńkich kropelek wody w powietrzu. Gdy jedna z tych kropelek, jak w mglisty dzień, napotka na przykład zarodnik pleśni przyczepiony do liścia, zarodnik przylega do kropelki dzięki napięciu powierzchniowemu i jest na niej porywany. Następnie albo się osadza gdy kropla doleci do ziemi, albo naprawdę zostaje przeniesiony w powietrzu gdy kropla wysycha.

Istnieje kilka innych mechanizmów dzięki którym zarodniki zostają rozniesione w powietrzu, lecz są one raczej właściwsze jednemu lub kilku gatunkom. Większość jest przymusowymi mechanizmami uwalniającymi i może obejmować różne rodzaje sprężyn, strumieni wodnych, lub urządzeń mieszkowych. Omówienie tych i innych powszechnych mechanizmów można znaleźć w doskonałej książce o rozsiewaniu grzybów według C.T. Ingolda (1953).


Spis Tresci

Łajno

Choć ludzie przypuszczają, że łajno jest raczej odrażającym materiałem do badań, wielu zostaje zaintrygowanych znajdującymi się w nim pleśniami i innymi organizmami, tak że wkrótce szybko przezwyciężają swe wstępne obiekcje.

Wiele grzybów znajdowanych na łajnie jest wysoce wyspecjalizowana do wzrostu na nim i nigdy nie występuje nigdzie indziej. Nie wytwarzają wielkiej ilości zarodników i dlatego przedostawanie się ich zarodników z jednego stosu łajna na drugi wymaga wysokiego prawdopodobieństwa sukcesu.

Najczęściej przytaczanym cyklem życiowym grzybów zamieszkujących łajno lub koprofilnych jest cykl przedstawiany przez wiele workowców. Zarodniki tych workowców są bardzo ciężkie, lepkie i ciemne, i gdy wystrzelą z worka ich waga pozwala im przebyć względnie duży dystans. Jednak ze względu na tę wagę zazwyczaj nie pozostają długo w powietrzu, lecz podążają trajektorią paraboliczną i lądują w pobliżu stosu łajna. Ponieważ są lepkie, często z raczej wyszukanymi śliskimi powłokami lub ogonkami, przywierają do wszystkiego, na co spadną, a ze względu na ich ciemne kolory, promieniowanie ultrafioletowe światła słonecznego, na które są często wystawione przez znaczną długość czasu, nie wpływa na nie znacząco. Mogą zostać ewentualnie zjedzone przez pasące się zwierzęta, jeśli spadły na rośliny, by być ostatecznie zapakowanymi w nowy stos łajna. Wiele z tych zarodników posiada mechanizm spoczynku, który chroni je przed wykiełkowaniem na roślinie, lecz może on zostać przerwany przy poddaniu procesom przewodu trawiennego zwierzęcia. Większość koprofilnych workowców jest wrażliwa na światło i celują zarodnikowymi wystrzałami z dala od ciemnokolorowego łajna, pierwszego etapu ich podróży do nowego zrzutu.

Inne pleśnie koprofilne prezentują swe zarodniki środowisku w mokrych kropelkach na końcach trzonów. Gdy jeden z owadów lub nicieni przyciągnięty do łajna otrze się o te kropelki zarodnikowe na trzonach, przeniesie na sobie kilka lepkich zarodników. Później, być może na nowej stercie łajna, zarodniki ścierają się i kiełkują by wytworzyć nową kolonię. Większości grzybom przenoszonych na owadach brak w zarodnikach mechanizmów spoczynku, i mało prawdopodobne jest by znajdowały się z dala od łajna dłużej niż kilka godzin.

Różnorodność grzybów koprofilnych jest duża, a wiele występuje w laboratorium jako pleśnie. Uwzględnia się kilka rodzajów workowców, niektóre małe grzyby, śluzowce, sprzężniaki i wiele anamorfów. Jest to szczególnie satysfakcjonująca grupa do badań przez początkującego mikologa.

Należy przekazać jedno ostrzeżenie. Łajno może zawierać jajeczka, larwy lub dorosłe, organizmów pasożytniczych. Chociaż większość z nich zagraża jedynie gatunkowi zwierzęcia wytwarzającemu łajno, niektóre są w stanie pasożytować na ludziach. Z tego względu łajno nigdy nie powinno być przenoszone gołymi rękoma.

Rysunek 8 - Zarodniki niektórych grzybów zasiedlających łajno.
A: Trichodelitschia.
B: Thelebolus.
C: Podospora.
D: Preussia.
E: Triangularia.
F: Cercophora.
G: Sordaria.
H: Coprinus.


Spis Tresci

Otoczenie ludzkie

Pokarm

Oprócz ich roli u roślin, zwierząt, i w chorobach człowieka, wiele pleśni bezpośrednio wkracza w ludzkie sprawy, w sposób albo szkodliwy albo pożyteczny. Po stronie plusów jest największy wkład wszech czasów pleśni do medycyny, tych od antybiotyków. Odkrycie penicyliny przez Sir Alexandra Fleminga w 1928 spowodowało prawdopodobnie ocalenie większej ilości żyć niż wszelkie inne odkrycia medyczne łącznie. Penicylina, produkt popularnej pleśni Penicillium chrysogenum, wciąż jest jednym z najbezpieczniejszych i najpowszechniej stosowanych antybiotyków, pomimo ponad pięćdziesięciu lat poszukiwania innych.

Pokarmy, które jemy, są dla wielu pleśni tak odżywcze, jak dla nas, fakt często wykorzystywany w przygotowaniu produktów żywnościowych. Na przykład, kilka rodzajów sera, takich jak Roquefort, Danish niebieski, Camembert, i Brie, zawdzięczają swój charakterystyczny smak obecności rosnących na nich pleśni. Jeśli pleśń byłaby nieobecna, sery te nie dojrzewałyby właściwie. Drożdże, choć nie są naprawdę pleśniami, znajdują się wśród najważniejszych grzybów w przygotowaniu żywności. Ich wartość, przynajmniej niektórych gatunków Saccharomyces, leży w ich zdolności do wytwarzania dwutlenku węgla i alkoholu zbożowego. W winiarstwie, gdzie cenione jest wytworzenie alkoholu, by do tego doszło, do soku winogronowego dodaje się drożdże. Przy wyrobie chleba, ważnym produktem jest dwutlenek węgla, który jest konieczny w procesie wzrostu, i ponownie, do ciasta dodawane są drożdże. Przy produkcji piwa, konieczny może być zarówno alkohol jak i dwutlenek węgla do powstania nagazowania, choć w dzisiejszych czasach dwutlenek węgla może być sztucznie dodawany później.

Na Dalekim Wschodzie, w przygotowywaniu żywności stosowane jest wiele pleśni, które są niewykorzystywane w większości krajów świata. Wśród nich są Aspergillus, Monascus, i Rhizopus, stosowane w przetwarzaniu różnorodnych ryżów, fasoli i produktów sojowych.

Dla większości z nas, bardziej zauważalne są negatywne aspekty pleśni w żywności niż pozytywne. Niewielu z nas udało się zauważyć różowe, czarne i zielone pleśnie rosnące na chlebie lub zieloną czy niebiesko zieloną Penicillium z gnijących owoców cytrusowych. Pleśnie są jednym z powodów, z których producenci żywności umieszczają konserwanty w swych produktach. Zdjęcie powyżej ukazuje gatunek Penicillium, rosnący na powierzchni jakiegoś sosu pomidorowego pozostawionego zbyt długo w lodówce. Żółtawe krople płynu, zwane wysiękiem, znajdujące się na powierzchni pleśni, i jej ogólny niebiesko zielony kolor sugerują, że jest to Penicillium chrysogenum. Mikroskopowe badanie ujawniło, że posiada gładkie konidiofory i konidia, co również wskazuje, że jest to Penicillium chrysogenum.

Jedna z najbardziej niszczycielskich aktywności pleśni w żywności występuje na składowanych nasionach i zbożach. Pewne gatunki Aspergillus, Penicillium, i Eurotium są w stanie rosnąć w konkretnych, suchych warunkach i atakować przechowywane zboże. Aby temu zapobiec, zboże musi być wysuszone do bardzo niskiego poziomu wilgotności. Szczególnie trudne, jeśli czasem wręcz niemożliwe jest utrzymanie suchych zbóż w wilgotnych tropikach. Grzyby takie nie tylko uszkadzają zboże lub czynią je niesmacznym, mogą także wydzielać toksyny, które mogą powodować choroby lub nawet śmierć. Najbardziej znanymi spośród nich są alfatoksyny - wytwarzane przez Aspergillus flavus i inne pleśnie - które nie tylko są natychmiast toksyczne lecz są także znane z bycia rakotwórczymi. Aspergillus flavus rośnie często na orzeszkach ziemnych i po raz pierwszy został odkryty na pokarmie z orzeszków dawanym indykom w Wielkiej Brytanii.

Niektóre pleśnie z gatunku Eurotium, atakujące składowane zboża, występują powszechnie na powierzchni dżemów, galaretek, i syropów. Te bardzo słodkie substancje uniemożliwiają przedostawaniu się wody do komórek większości grzybów i tym samym tworzą coś, co równe jest mikrobiologicznej pustyni. Gatunki Eurotium, potrafiące rosnąć w suchych warunkach, są idealnie dostosowane do takich siedlisk. Niektóre produkty, takie jak śliwki i suszone morele, są tak suche i tak słodkie, że nie są w stanie sobie z nimi poradzić nawet gatunki Eurotium. Jednakże wciąż mogą być one rozłożone przez pewne wyspecjalizowane pleśnie. Prawdopodobnie najbardziej niezwykłą z nich jest Xeromyces bisporus, która nie może rosnąć nawet na stężeniu cukru stosowanym w hodowli gatunku Eurotium. Kultury laboratoryjne tego gatunku są raczej trudne do założenia i wymagają bardzo szczególnych warunków.

Produkty celulozowe

Celuloza jest prawdopodobnie najliczniejszym materiałem pochodzenia biologicznego na ziemi i jest głównym źródłem energii dla wielu grzybów. W naszym omówieniu pleśni zamieszkujących martwe i obumierające części roślin napotkaliśmy już kilka grzybów rozkładających celulozę, zwłaszcza Alternaria, Cladosporium i Epicoccum. Chociaż grzyby te są dość powszechne, istnieje kilka innych, które zdają się szczególnie powszechne na produktach celulozowych, wytworzonych przez człowieka, takich jak papier, bawełna, tektura i produkty drewniane. Wiele pleśni rosnących na papierze i bawełnie jest powszechnie nazywanych mączniakami, lecz termin ten tak naprawdę ma niewielkie znaczenie. Grzyby te są w stanie rozkładać włókna celulozy w bawełnie i papierze a tym samym powodują rozpad tych materiałów. Proces ten jest szczególnie gwałtowny w warunkach wilgotnych, co ma miejsce w wilgotnych piwnicach lub w tropikach. W rozkład celulozy zaangażowanych jest wiele gatunków pleśni, lecz żaden nie jest bardziej powszechny niż gatunek z rodziny workowców Chaetomium. Podczas drugiej wojny światowej, kraje walczące na Południowym Pacyfiku i na obszarach Azji Południowo-wschodniej straciły dużo sprzętu przez te gatunki. Wynikły wzrost zainteresowania Chaetomium jest odzwierciedlony zwłaszcza w monografii Ames'a (1963) o Chaetomiaceae, opublikowanej przez Armię Stanów Zjednoczonych.

Trociny zawierają wiele pleśni spożytkowujących celulozę, które mogą powodować niechciany rozkład. Szczególnie niepożądani są przedstawiciele grupy pleśni zdolnych do rozwoju w wysokich temperaturach (do 60°C). Rozwój tych pleśni może w rzeczywistości spowodować wzrost temperatury trocin. W połączeniu z bakteriami posiadającymi nawet wyższą tolerancję temperaturową i naturalną aktywność chemiczną, pleśnie te mogą ostatecznie prowadzić do spontanicznego zapłonu, powszechnej przyczyny pożaru w składach drewna.

Inne produkty

Na atak pleśni podatnych jest wiele innych produktów wytworzonych. Malowane ściany, zwłaszcza w miejscach wilgotnych takich jak prysznice, mogą zarosnąć pewnymi grzybami, szczególnie gatunkami Phoma oraz Exophiala. Także tapety służą pewnym pleśniom za źródło związków odżywczych. Powszechnie przytaczanym jest gatunek Scopulariopsis, którego wzrost odnotowano na tapetach zawierających barwniki z arsenem i uwalniających bardzo trujące gazy. Nie ma to miejsca we współczesnych barwnikach do tapet, które nie zawierają arsenu.

Skóra to głównie białka i służy za dogodne źródło pokarmu dla pleśni. Niektóre pleśnie, które tu występują związane są z dermatofitami, które atakują zewnętrzną warstwę ludzkiej skóry; pozostałe należą do zupełnie innych grup.

Niektóre substancje, zdające się zupełnie nieprawdopodobne we wspieraniu rozwoju grzyba, można znaleźć dobrze skolonizowane przez te organizmy. Na przykład gatunek Exophiala, występuje w syropowatych roztworach alkoholu poliwinylowego. Cladosporium (Amorphotheca) resiniae często występuje na powierzchni paliw samolotowych w zbiornikach i może zniszczyć silniki odrzutowe. Penicillium ochrochloron można znaleźć w roztworach elektrolitycznych, które są wysoce kwasowe i zawierają bardzo wysokie poziomy toksycznych soli miedzi. Brałem raz udział w poszukiwaniu organizmu odpowiedzialnego za rozkład nadmuchiwanych tratw ratunkowych moczonych okresowo w morskiej wodzie. Ostatecznie winowajcą okazał się gatunek Aspergillus.

Pleśnie w środowisku pomieszczeniowym

Coraz większą uwagę zaczyna skupiać się na grzybach w środowiskach pomieszczeniowych. Choć większość pleśni występujących w środowiskach ludzkich występuje w pomieszczeniach, same wnętrza budynków są siedliskiem specjalnym. Od dawna wiadomo, że grzyby pomieszczeniowe powodują u wrażliwych osób alergie, ale stosunkowo niedawno pleśnie pomieszczeniowe zostały powiązane z innymi problemami zdrowotnymi. Choć cierpiący na alergie reagują generalnie na substancje w zarodnikach grzybów, inne problemy zdrowotne mogą być spowodowane przez substancje lotne uwalniane przez pleśnie w powietrze.

Praktycznie we wszystkich budynkach znajdują się pleśnie, lecz niektóre są bardziej spleśniałe niż inne. Pleśnie w pomieszczeniach mogą być niezwykle tolerancyjne na suche warunki, lecz żadne nie mogą żyć bez pewnej wilgotności. Budynki z nadmierną ilością pleśni mają generalnie źródło wilgotności prowadzące do niezwykle uciążliwego rozwoju pleśni. Źródłem wilgoci może być nieszczelna piwnica, cieknąca rura, dach potrzebujący naprawy lub jakaś inna, dość oczywista przyczyna. W większości przypadków pleśń może rosnąć na ścianach lub innych materiałach będących w kontakcie z wilgocią. Czasem wilgoć może występować wewnątrz ścian i nie być widoczna. Powszechną lecz nie oczywistą przyczyną wilgoci w zimnych klimatach jest skraplanie wewnątrz ścian skierowanych na północ. Poważnie spleśniałe budynki mogą mieć zatęchły zapach, lecz nie koniecznie. Czasami jedyną oznaką problemu są uporczywe problemy zdrowotne mieszkańców, takie jak bóle głowy, nudności, objawy ze strony układu oddechowego, itp. Obecnie wiadomo, że zapleśniałe budynki mogą stanowić poważne zagrożenie dla zdrowia mieszkańców. W rzeczywistości, niektóre zgony niemowląt zostały przekonująco powiązane z pleśniami pomieszczeniowymi. Jakikolwiek budynek z widocznym problemem pleśni powinien być dokładnie przebadany przez wykwalifikowanych ludzi.

Nie wszystkie pleśnie pomieszczeniowe stanowią zagrożenie dla ludzkiego zdrowia, lecz obfitości jakiejkolwiek pleśni towarzyszą prawdopodobnie inne, wliczając toksyczne. Gatunek Stachybotrys jest szczególnie toksyczny. Oczywiste występowanie Stachybotrys może być wystarczającym powodem dla poważnej "dekontaminacji" przez wykwalifikowanych techników noszących specjalne ubranie ochronne. Gatunek Stachybotrys wytwarza czarne kolonie na suchych ścianach, płytach sufitowych oraz na innych materiałach zawierających celulozę. Najłatwiejszym sposobem na potwierdzenie obecności Stachybotrys jest przyciśnięcie kawałka taśmy celulozowej do spleśniałego miejsca i przebadanie jej lepką stroną do góry na szkiełku pod mikroskopem na rzecz charakterystycznych struktur dźwigających zarodniki. Poniższy obrazek ilustruje konidiospory i konidia gatunku Stachybotrys zebrane na taśmę z piwnicy w południowym Quebecu. Nie wszystkie pleśnie są rozpoznawalne przy użyciu tej techniki, lecz działa ona dla wielu, wliczając Stachybotrys.


Spis Tresci

JAK WYIZOLOWAĆ PLEŚNIE

Jedną z radości mikologii jest możliwość wyjścia w pole i wyizolowania spośród tysięcy pleśni jednego interesującego gatunku. Prawie na każdej naturalnej substancji będzie rosła nie jedna pleśń, lecz cała społeczność pleśni. Każda pleśń różni się od wszystkich pozostałych i gdy rośnie w czystej kulturze wytwarza charakterystyczną kolonię. Wyodrębnienie, lub można powiedzieć udomowienie każdej jest wyzwaniem, które zdaje się nigdy nie straci na fascynacji.

Najtrudniejszą rzeczą dla początkującego jest pogodzenie się z małą skalą pleśniowych społeczności. Nawet obszar jedynie jednego milimetra kwadratowego może wyżywić więcej niż jeden gatunek pleśni gdy dostępne są substancje odżywcze. Jedyny realny sposób zejścia w tę skalę to praca z binokularowym mikroskopem preparacyjnym o powiększeniu pozwalającym zobaczyć struktury zarodnikonośne. Gdy jest to możliwe, sterylną igłą zdejmuje się zarodniki konkretnej pleśni, przez co zostają wyodrębnione.

Wyodrębnianie grzybów ze źródeł naturalnych jest jedną z podstawowych umiejętności w mikologii, która musi być opanowana przez prawie każdego zainteresowanego pleśniami. Technik izolacyjnych jest mnóstwo i często są złożone, jednak mogą być dość skuteczne przy otrzymywaniu tylko jednej, oczekiwanej pleśni, wykluczając pozostałe. Techniki izolacyjne można podzielić na dwie ogólne kategorie: 1) metody bezpośrednie i 2) metody selektywne. Obie są stale stosowane w laboratoriach mikologicznych i mogą zostać dalej podzielone na wiele podkategorii.

Techniki wyodrębniania bezpośredniego

Transfer bezpośredni

Termin "bezpośredni" stosowany jest dla technik polegających na prostym przeniesieniu pleśni z jej naturalnego siedliska i umieszczenie czystej kultury w laboratorium. W swej prostocie polega to na umieszczeniu kawałka siedliska lub substratu pod mikroskopem preparacyjnym, gdzie rozwój pleśni będzie z łatwością widoczny. Następnie wygrzewana jest do czerwoności igła preparacyjna, studzona, i używana do przeniesienia kilku zarodników do sterylnego naczynia z podłożem hodowlanym. Przekonałem się, że łatwiej to zrobić gdy wpierw weźmie się na koniec igły maleńki kawałek agaru by przylepiły się do niego zarodniki. Kawałek agaru musi być bardzo mały ponieważ często trzeba go wmanewrować w raczej ciasne miejsca, gdzie z łatwością mogą go zakazić inne pleśnie. Alternatywą jest zwilżenie igły w odrobinie gliceryny. Po wykonaniu transferu trzeba jedynie kilku dni by pleśń wyrosła i uformowała kolonię.

Technika transferu bezpośredniego stosowana jest również do otrzymania czystych kultur grzybów kapeluszowych oraz innych licznych fungusów. Owocnik rozłamywany jest bez dotykania nowoodsłoniętego miąższu, i trochę tkanki przenoszone jest na sterylne podłoże hodowlane. Jeśli zostanie to przeprowadzone starannie, po kilku dniach tkanka może rozrosnąć się w kolonię. Dla początkującego, najłatwiejszymi licznymi grzybami (fungi) do hodowli są grzyby zasiedlające butwiejące drewno. Większość zamieszkujących drewno grzybów i hub dobrze rośnie na połsyntetycznych podłożach wyszczególnionych w rozdziale 4 i chociaż kilka wytworzy w hodowli swe duże owocniki.

Komory wilgotnościowe

Bezpośrednie wyodrębnianie grzybów często jest efektywniejsze gdy naturalny substrat przez jeden do kilku tygodni trzymany jest w wilgotności umożliwiającej pleśniom wzrost i sporulację. Najłatwiejsza metoda wymaga pojemnika zwanego komorą wilgotnościową. Komory wilgotnościowe mogą przybrać wiele form, lecz są po prostu pojemnikami mieszczącymi materiał w rodzaju bawełny, papieru, tkaniny, sterylnego piasku, ziemi lub torfu tak, by przez kilka tygodni pozostawały wilgotne. Wycinek umieszczany jest na wierzchu wilgotnego materiału i pozostawiany dopóki pleśń nie zacznie na nim rosnąć. Na moich zajęciach stosujemy pojemniki szklane przypominające bardzo głębokie szalki Petriego i jak szalki Petriego mają luźno dopasowane pokrywki. Jako materiał wsadowy prawie zawsze stosujemy mech torfowiec zebrany na polu i wysuszony na późniejszy użytek. Pojemnik napełniany jest suchym mchem po czym dodawana jest woda. Torfowiec jest jak gąbka w tym, że potrafi wchłonąć i utrzymać olbrzymie ilości wody. Po dodaniu wody do komory wilgotnościowej wsiąka ona w mech. Nadmiar może być wylany, a mech ściśnięty aż utworzy wilgotną warstwę nie głębszą niż około jedna czwarta wysokości pojemnika. Następnie kładziemy na warstwę mchu pojedynczą lub podwójną warstwę bibuły filtracyjnej lub ręcznika papierowego, tak że próbka nie wejdzie z nim w kontakt. Tak przygotowana, komora wilgotnościowa gotowa jest na próbkę.

W wielu miejscach mech torfowiec w swej świeżej postaci jest trudny do zdobycia i trzeba znaleźć jego zamiennik. Mimo że wielu ludzi stosuje do tego celu bawełnę, sądzę że najlepiej jej unikać, gdyż sama jest dobrym substratem dla rozwoju pleśni. Zamiast tego zastosuj warstwę drobnej ziemi lub bardzo drobnego piasku. Ziemia i piasek nie utrzymają wody tak dobrze jak torfowiec, więc doglądaj ich uważnie by mieć pewność, że nie wyschły. Lecz nie przewodnij ich, gdyż otrzymasz jedynie błoto!

Gdy jesteś gotów by dodać wycinek, zwilż go nieco (chyba że jest już wilgotny) i umieść na bibule filtracyjnej. Przykryj naczynie i pozostaw w miejscu gdzie temperatura jest w miarę stała.

W ciągu kilku dni na wycinku zaczną pojawiać się pleśnie. Większość początkujących jest nieprzygotowanych na niezwykle małe rozmiary wielu pleśni i na ogół zupełnie je przegapia. Studenci używający komory wilgotnościowej po raz pierwszy zawsze narzekają, że na ich wycinkach nic nie rośnie, a wykładowca wskaże przynajmniej pół tuzina różnych pleśni! Koniecznie obejrzyj materiał pod przynajmniej 15-20 krotnym powiększeniem i przy dobrym, jasnym świetle. Światło jest szczególnie ważne i powinno być skupione na obszarze wycinka podlegającego kontroli. Gdy znajdzie się coś interesującego, może zostać wyjęte do wglądu mikroskopowego; lecz więcej o tym później.


Rysunek 11 - Komora wilgotnościowa zawierająca trzy kawałki łajna.

W celu otrzymania czystej kultury czegoś w komorze wilgotnościowej, trzeba jedynie przestrzegać podanej wyżej procedury transferu bezpośredniego, upewniając się, że sterylna igła nabiera jedynie wymagane zarodniki. Jeśli igła nieumyślnie dotknie powierzchni materiału w komorze wilgotnościowej zbierze wszelkiego rodzaju niepożądane kontaminanty.

Komory wilgotnościowe mogą być stosowane do każdego typu materiału. Stosowaliśmy je do inkubacji łajna, drewna, liści, starych łodyg, łupin kukurydzy, kory, nasion, owoców, starych grzybów, martwych insektów, i wielu innych rzeczy. Materiały naturalne są zazwyczaj bardziej wydajne niż te zrobione przez człowieka, lecz czasem dobre mogą być stare kawałki tkaniny lub produkty skórzane. Ograniczony jesteś jedynie swą wyobraźnią. Komory wilgotnościowe są również użyteczne przy mikologicznej "pracy dochodzeniowej" do odkrywania przyczyn konkretnego rozkładu. Umieszczenie butwiejącego materiału w komorze wilgotnościowej często skutkuje obfitą sporulacją nieczystego organizmu na zaatakowanym obszarze. Technika ta dobrze spisuje się zarówno z chorym materiałem roślinnym jak i z produktami produkowanymi.

Dla bardzo małych próbek, takich jak części owadów lub nasiona, łatwiejsze będzie zastosowanie szalki Petriego w charakterze komory wilgotnościowej. Czasem po prostu wkładamy kilka warstw bibuły filtracyjnej do szalki Petriego, następnie ją nawilżamy, i umieszczamy na wierzchu próbkę. Takie komory mogą jednak bardzo łatwo wyschnąć i muszą być uważniej doglądane. Lepszą metodą jest przygotowanie partii agaru z wodą (roztwór 20 gram agaru w litrze wody), wysterylizowanie tego i wlanie do sterylnych szalek Petriego. Ponieważ roztwór agaru nie zawiera prawie odżywek podtrzyma niewielki rozwój pleśni służąc tym samym jedynie jako zasobnik wodny. Próbka może być umieszczona na powierzchni agaru i badana jak w każdej innej komorze wilgotnościowej. Można tu zastosować podłoża agarowe zawierające odżywki, lecz często zostają one opanowane jedynie przez najszybciej rosnące pleśnie kosztem wszystkiego innego.

Czy to stosując komorę wilgotnościową czy pracując ze świeżo zebranym materiałem, często odkrywamy, że pleśnie produkują zarodniki wewnątrz jakiegoś rodzaju struktury, jak piknidium. Bezpośredni transfer tych struktur niezmiennie prowadzi do zakażenia innymi pleśniami. By uniknąć problemu potrzeba dostatecznie wyczyścić powierzchnię struktury, tak by usunąć wszystkie obce zarodniki i bakterie. Ja wykonuję to albo przesuwając strukturę po, wokół i przez podłoże agarowe przez 10 minut lub więcej, aż jest czysta, albo poprzez jej sterylizację powierzchniową przez 1 do 10 minut w 10% handlowym roztworze wybielacza chlorowego. W zależności od rodzaju próbki wymagane czasy i stężenia wybielacza w tej drugiej metodzie będą się nieco różnić; technika ta jest najwydajniejsza gdy zabieg ten może być urozmaicony kilkoma próbkami. Technika agarowa wymaga większej sprawności, lecz może być zastosowana do pojedynczego wycinka z przewidywalnymi rezultatami.


Spis Tresci

Powlekanie bezpośrednie

Często najdogodniej umieścić interesujące materiały bezpośrednio na odżywczym podłożu agarowym. Jak już zauważono, technika ta sprzyja gwałtownemu wzrostowi pleśni kosztem pozostałych grzybów, lecz mimo to, jest powszechnie stosowana. Jest to prosta technika polegająca na umieszczeniu małych kawałków substancji na powierzchni agaru, lub oblaniu tych fragmentów rozpuszczonym, lecz chłodnym agarem. Po kilku dniach inkubacji na powierzchni pojawiają się kolonie pleśni, które mogą być przeniesione do czystej kultury.

Ilość materiału umieszczonego w naczyniu waha się w zależności od tego jak bardzo zainfekowany jest zarodnikami pleśni. Technika ta powszechnie stosowana jest przy badaniach gleby, wymagając jedynie szczypty gleby, równo rozprowadzonej po powierzchni agaru. Jednak ciężko tu przytoczyć jakieś zasady, ponieważ mała ilość materiału może wydać różne zestawy spośród wielkiej ilości pleśni. Jeśli ilość materiału jest duża, wyjściem może być kombinacja techniki powlekania i komory wilgotnościowej.

Przekonaliśmy się, że dobrym wyborem do bezpośredniego powlekania jest Podłoże Róż Bengalski Martin'a, ponieważ barwnik róż bengalski oraz antybiotyki w nim zawarte spowalniają wzrost kolonii i na początku chronią przed nie zrastaniem się różnych kolonii ze sobą.

Powlekanie rozcieńczone

W tej technice 1 gram (suchej masy) materiału do badania mieli się (jeśli trzeba) i rozprowadza w 9 ml sterylnej wody. Jeden mililitr tego roztworu przenoszony jest do drugiej probówki zawierającej 9 ml sterylnej wody, co daje rozcieńcze 0,01 masy zarodnikowej materiału początkowego. Proces jest powtarzany by uzyskać rozcieńczenia 0,001, 0,0001, oraz 0,00001, a nawet mniejsze jeśli potrzeba. Na oddzielne szalki Petriego pipetowana jest jedno mililitrowa porcja każdego rozcieńczenia i zalewana rozpuszczonym, ostudzonym podłożem agarowym. Szalką powinno się delikatnie poruszać po stole wykonując figurę ósemki by uzyskać właściwe rozprowadzenie. Roztwór można ewentualnie nanieść na powierzchnię zestalonego podłoża i równomiernie go po nim rozprowadzić.

Po kilkudniowej inkubacji ukarzą się kolonie o różnych gęstościach, zależnych od ilości roztworu z materiału początkowego. Ilość zarodników obecnych w początkowej próbce może być z grubsza oszacowana przez wybranie szalek ukazujących 40-100 kolonii i zapisanie ich ilości. Z informacją tą można przeprowadzić następujące obliczenie:

Kolonii na gram materiału początkowego =Liczba kolonii
Współczynnik rozcieńczenia

Dokładność tej techniki będzie niska jeśli zliczy się tylko jedną płytkę. Istnieje wiele czynników wpływających, wliczając niepoprawne rozprowadzenie zarodników w czasie rozcieńczania, niepowodzenie przy rozbiciu mas zarodników, lub wzajemne hamowanie wzrostu przez pewne grzyby. Większa dokładność osiągana jest przez przygotowanie kilku płytek o najodpowiedniejszym rozcieńczeniu, może dziesięć lub więcej.

Rozcieńczenia są często stosowane w badaniach nad grzybami gleb. Mimo iż technika była krytykowana jako nie odzwierciedlająca "prawdziwej" flory glebowej, jest prawdopodobnie najpowszechniej stosowaną metodą na tym obszarze badań. Nawet jeśli wyizolowane grzyby są nie reprezentatywne dla całej flory, technika pozwala naukowcom porównać ze sobą gleby na zasadzie statystycznej.


Spis Tresci

Grzyby roznoszone drogą powietrzną

Omówiliśmy już temat grzybów roznoszonych drogą powietrzną i zauważyliśmy, że niektórym pleśniom łatwiej od pozostałych wyrzucić w powietrze zarodniki. Zarodniki pleśni roznoszone drogą powietrzną mogą stać się chorobotwórczym czynnikiem chorób roślin, a także mogą być alergiczne. Dobrze wiadomo, że alergicy są wrażliwi na zarodniki pewnych pleśni lecz nie innych, i dlatego często dobrze jest wiedzieć, który gatunek pleśni obecny jest w powietrzu w danym czasie lub miejscu.

Próbkowanie grzybów powietrzno nośnych jest tematem, który przyciąga w ostatnich dwudziestu latach dużą uwagę, skutkując wydaniem kilku książek. Szczegółowe potraktowanie tematu, patrz Gregory (1973). Istnieją dwa sposoby próbkowania powietrza, jeden dostarcza zarodników do badań mikroskopowych, a drugi dostarcza kultur. Pierwszy sprawia, że otrzymujemy wiele niezidentyfikowanych zarodników, natomiast drugi wykrywa jedynie te, które mogą być hodowane (a wiele nie może).

Zagłębianie się we wszystkie te różne techniki próbkowania, które są w użyciu, wykracza znacznie poza moje zadanie. Możemy całkiem zignorować metody badania zarodników, gdyż zajmują się tylko zarodnikami, a skoncentrować na tych kulturowych. Najprostsza technika kulturowa dla pleśni roznoszonych drogą powietrzną polega na poziomym lub pionowym ustawieniu szalek Petriego zawierających odżywczy agar, tak by przechwyciły wszystkie zarodniki, które na nie opadną lub zostaną wdmuchnięte. By tą techniką otrzymać na dworze dobrą próbkę potrzeba zazwyczaj od 30 minut do 3 godzin. Wewnątrz sytuacja jest bardziej skomplikowana i zależy od kilku czynników, wliczając natężenie ruchu, rodzaj budynku, oraz jego czystość. Właściwy czas odsłonięcia szalki Petriego może wynosić 1-2 godziny, lecz pewnym można być tylko po przetestowaniu.

Od dawna wiadomo, że otwarte szlaki Petriego i inne nieruchome pułapki na zarodniki mają raczej małą wydajność ze względu na warstwę nieruchomego powietrza na ich powierzchni. Każdy ruch powietrza, i jego ładunek zarodników, będzie na ogół omijał tę warstwę i nie sięgał powierzchni. By przezwyciężyć ten problem wynaleziono wiele urządzeń, które zasysają powietrze i kierują je na lepką powierzchnię; jedno z urządzeń, o nazwie próbnik Andersona (Anderson sampler), mieści kilka płytek Petriego, a nawet sortuje zarodniki zgodnie z ich rozmiarem lub masą. Taka maszyna jest znacznie efektywniejsza niż otwarta płytka Petriego lecz jest pokaźna i normalnie wykorzystywana jedynie przez specjalistów.

Wabiki

Wiele pleśni posiada dość specyficzne wymagania pokarmowe i wyspecjalizowane jest w wykorzystywaniu materiałów, które inne grzyby zużytkowują z trudnością lub wcale. Możemy to wykorzystać do wyodrębnienia grzyba wystawiając określoną substancję na działanie środowiska w celu kolonizacji a następnie jej późniejsze odzyskanie w celu wyizolowania grzyba, który ją zajmuje. Przykładem fungusa uzyskiwanego czasem przez wabienie jest fungus kreozotowy, Amorphotheca resinae (Cladosporium resinae). Aby go wyizolować, niektórzy naukowcy pokrywają zapałki kreozotem i umieszczają je na ziemi w szalkach Petriego na dwa lub trzy tygodnie. Amorphotheca, fungus szczególnie zdolny do przetwarzania kreozotu, wyrasta z zarodników w ziemi i opanowuje zapałki, gdzie wytwarza liczne strzępki i konidia. Stąd przenoszony jest do czystych kultur. Tego samego fungusa człowiek wabi nieumyślnie pozwalając małym ilościom wody dostawać się do zbiorników zawierających paliwo lotnicze. Fungus rośnie w wodzie, wykorzystując naftę jako energię, i w końcu wytwarza kłaczki grzybni, które mogą spowodować awarię silnika.

Innymi rodzajami przynęt mogą być kawałki drewna, owady, kawałki marchwi, tworzywa sztuczne, włosy, lub cokolwiek można przywołać. Przynętę można ukryć w konkretnym siedlisku w środowisku lub w komorze wilgotnościowej. Na przykład, by wyizolować dermatofity, zazwyczaj kładzie się włosy na wilgotnej ziemi w komorze wilgotnościowej, okresowo sprawdzając czy pleśń nie zarodnikuje.

Najpowszechniej nęcącym siedliskiem jest woda, zarówno słodka jak i morska. Ponownie, prawie wszystko może służyć jako przynęta, a woda może być albo ta występująca naturalnie albo w szalce Petriego. Dobre wyniki można uzyskać poprzez umieszczenie odrobiny wody ze stawu w szalce Petriego i puszczenie na nią kilku nasion sezamu, które zostały podgrzane aż popękały. W ciągu trzech lub czterech dni nasiona będą pokryte lęgniowcami (oomycetes) produkującymi zoospory. Martwe muchy, pyłek, kawałki jabłka lub marchwi, celofan, oraz inne materiały są również wydajnymi przynętami. Ponieważ większość zwabionych w ten sposób pleśni jest prawdziwymi wodniakami koniecznym jest ich oczyszczenie poprzez przenoszenie do następujących po sobie przesiadek w wodzie destylowanej, zawierającej nowe nasiona sezamu lub inne przynęty. Po całkowitym wyizolowaniu w czystą kulturę mogą zostać przeniesione na podłoże stałe, lecz mogą tam nigdy nie wysporulować.

Ciekawe jest zatopienie w siedlisku naturalnym kawałków drewna, całych marchwi, jabłek, etc. na sznurku na kilka dni lub tygodni a następnie wyciągnięcie ich celem zbadania. Zatopione bloki drewna są jednym z najpowszechniej stosowanych materiałów do otrzymania morskich workowców (ascomycetes).


Spis Tresci

Techniki specjalne

Oprócz dość powszechnie stosowanych technik omówionych powyżej, istnieje wiele innych, które są dość specyficzne pod względem efektów. Zagłębianie się nawet w część tych technik znacznie wykracza poza moje zamiary, lecz kilka z nich ma szczególne znaczenie i demonstruje pewne rzeczy dla wyizolowania nowego zestawu pleśni ze znanego środowiska.

Techniki stresowe

Wszystkie pleśnie mogą znieść stresy środowiskowe, lecz ostatecznie, gdy stres jest wystarczająco wysoki, zostaną zabite. Jednakże nie wszystkie pleśnie mają tę samą tolerancję na stres, i możemy skorzystać z tej własności przez poddanie materiału takiemu stresowi by pewne pleśnie zabić, a inne nie. Zastosowanie takich technik ujawniło kolejny interesujący fakt: pewne pleśnie nie wykiełkują dopóki nie zostaną poddane warunkom, które zabijają większość innych. Wspomniałem już jedną taką grupę w mym omówieniu grzybów zamieszkujących łajno lub koprofilnych, które wytwarzają zarodniki, które nie wykiełkują dopóki nie zostaną poddane rygorom przewodu pokarmowego zwierząt. Inne grzyby wytwarzają zarodniki, które kiełkują dopiero po wystawieniu na działanie pożaru lub zamrożenia.

By poznać te interesujące adaptacje potrzebujemy jedynie pobrać próbkę gleby, łajna, drewna, etc. i potraktować je w taki sposób by zabić większość grzybów. Możemy zagotować substancję w autoklawie lub garnku do gotowania na parze (bez ciśnienia), namoczyć ją w alkoholu, kwasach, zasadach, lub innych chemikaliach, lub na przemiennie zamrażać i odmrażać przez kilka tygodni. Prawie każda drastyczna obróbka zaowocuje kilkoma grzybowymi "opieraczami", które w inny sposób mogłyby się nie ujawnić. Po obróbce, substancję można potraktować w jakikolwiek normalny sposób, taki jak posiew, lub komory wilgotnościowe. Dr De B. Scott (Scott 1968) przedstawił tego typu metodę na wyizolowanie z gleby gatunku Eupenicillium (workowiec). Około 2 gramy gleby dodano do 18 ml sterylnej wody i podgrzewano przez 30 minut w łaźni wodnej w 80°C. Po wyjęciu z łaźni zawiesinę gleby traktowano zgodnie z opisaną powyżej techniką posiewu na płytkach.

Sterylizacja powierzchniowa

W dziale o technikach izolacji bezpośredniej wspomniałem o powierzchniowej metodzie sterylizowania grzyba przy pomocy 10% wybielacza handlowego, by zabić przywierające zarodniki. Sterylizacja powierzchniowa może być również zastosowana jako technika selektywna na nieco większą skalę. Spójrzmy na żywego liścia, który ma na sobie martwą okrągłą plamkę, można przypuszczać, że jest to spowodowane przez fungusa. Jeśli umieścimy plamkę bezpośrednio na podłożu agarowym otrzymamy prawdopodobnie jakiś szybko rosnący fungus lecz nie przedstawiciela przyczyny. To czego chcemy, to fungus wewnątrz liścia, a nie powierzchniowi przylegacze, a dobrym sposobem na jego uzyskanie jest stosowanie wybielacza tak długo, aby zabić organizmy zewnętrzne lecz nie wewnętrzne. Mimo znacznych różnic materiałów, najczęściej działającym czasem sterylizacji jest czas od około jednej do dziesięciu minut w 10% wybielaczu handlowym lub 3% nadtlenku wodoru. Jeśli ktoś nie jest pewny powinien spróbować kilku dłuższych lub krótszych okresów czasu. Sterylizacja powierzchniowa zadziała również dla nasion, licznych grzybów, drewna, wielu materiałów stworzonych przez człowieka, martwych owadów, oraz innych rzeczy.

Selektywne składniki pokarmowe

Technika ta jest zasadniczo taka sama, jak omówione powyżej metody wabienia. Różni się tylko tym, że próbkowana substancja dodawana jest raczej do "przynęty" a nie odwrotnie. Możemy, na przykład, chcieć wyizolować pleśnie, które wykorzystują celulozę. By wyselekcjonować te grzyby robimy podłoże, na przykład Czapek'a, lecz stosując celulozę w miejsce sacharozy. Jeśli fungus dobrze w tym rośnie musi zużywać celulozę; te, które nie mogą rosnąć zostaną wykluczone lub będą rosły bardzo kiepsko. Możliwości są tutaj niemal nieograniczone, oprócz tego, że gdy stosujemy podłoże agarowe zwykle konieczne jest zastosowanie "podłoża syntetycznego", tak by znane były składniki pokarmowe, które są modyfikowane. Z powodu domieszek w agarze, otrzyma się zazwyczaj przynajmniej grzyba nie wykorzystującego konkretnego składnika. Często można go rozpoznać po skąpym rozwoju.

Dr Barron, w swej bardzo interesującej książce o grzybie sidlącym węgorka (Barron 1977) opisuje nowatorskie podłoże. Kulturę rozpoczyna od hodowli węgorków karmiąc je grochówką w proszku, a gdy stają się liczne, dodaje trochę gleby. Rosnąć zaczynają te grzyby, które potrafią usidlić węgorki, i w końcu zdominowują naczynie. Węgorki są tutaj selektywną substancją odżywczą, na którą posiewana jest gleba.

Istnieje kilka substancji organicznych, które nie mogą być zmetabolizowane przynajmniej przez jedną pleśń. Dlatego możemy przygotować podłoże z niezwykłymi substancjami i oczekiwać wyizolowania pleśni. Kilka lat temu zrobiłem podłoże składające się tylko z aminokwasu tyrozyny i wyizolowałem fungusa, dla którego opisałem nowy rodzaj i gatunek! Substancję, która nas interesuje można dodać bezpośrednio na podłoże lub można zrobić napar wodny danej substancji, a następnie rozpuścić w niej agar.

Jedno z powszechnie stosowanych podłoży naparowych przygotowywane jest z siana. Najpierw 2,5 gram suchego siana dodawane jest do 1 litra wody i gotowane przez 15-20 minut; następnie mieszanka przesączana jest przez tkaninę oraz rozpuszczane jest w niej 20 gram agaru i jest to sterylizowane jak zawsze. Otrzymane podłoże jest dość słabe i zniechęca wiele grzybów, które potrzebują podłoża bogatego w cukry, podczas gdy zachęca te, które są często niechętne do sporulacji. W podobny sposób przygotowywany jest agar naparu łajna, lecz jest wykonywany z 20 gram suchego końskiego lub krowiego łajna. Niektóre materiały, takie jak martwe liście dębu lub igły sosny, dadzą napar, który jest toksyczny dla pewnych grzybów a dla innych nie, skutkując podłożem, które wytypuje grzyby zajmujące te materiały naturalnie.


Spis Tresci

Selektywne temperatury

O pleśniach, które z łatwością rosną w temperaturze pokojowej mówi się, że są mezofilne. Większość grzybów jest mezofilna i są hamowane lub zabijane przez wyjątkowo wysokie lub niskie temperatury. Istnieje jednak kilka, które faktycznie wymagają wyjątkowych temperatur. O pleśniach wymagających wysokich temperatur (40°C lub więcej) mówi się, że są termofilne, a te wymagające niskich temperatur (15°C lub mniej) są psychrofilne.

Przy poszukiwaniu tych grzybów inkubujemy po prostu szalki lub komory wilgotnościowe w odpowiedniej temperaturze i izolujemy pleśnie, które się wykształcą; również wszystkie izolaty i kolejne transfery muszą być hodowane w optymalnej temperaturze. Ptasie gniazda, na przykład, wydają liczne termofile gdy inkubowane są w komorze wilgotnościowej w 45-50°C, podczas gdy łajno królika lub materiały kompostowe wytwarzają kilka psychrofili w komorach wilgotnościowych inkubowanych w 0-5°C. Formy termofiliczne są niezwykłe przez swój gwałtowny wzrost i faktycznie, są najszybciej rosnącymi ze wszystkich grzybów. Niektóre psychrofile również mogą szybko rosnąć, jednakże, zapewnienie tej temperatury nie jest jedynym czynnikiem wpływającym na gwałtowny wzrost. Niektóre grzyby termofiliczne, lub przynajmniej te, które mogą rosnąć w 37°C, mogą powodować poważne infekcje u człowieka i zwierząt. Przy pracy z nimi, powinno zachować się ostrożność i dopilnować by nie były wystawione na prądy powietrza. Nie polecam izolowania grzybów termofilicznych w sytuacjach angażujących duże grupy studentów.

Osmofilia

Wiele produktów przechowywanych, takich jak zboże, okazów muzealnych, oraz skór, degradowane jest przez pleśnie. Większość z nas stwierdziło również wzrost pleśni na materiałach przechowywanych w wilgotnych miejscach w domu. Oba zjawiska powodowane są przez grzyby, które mogą wytrzymać niezwykle suche warunki. Grzyby takie nazywa się osmofilnymi, nazwa która nawiązuje do ich przewagi w środowiskach o wysokim potencjale osmotycznym. Pewne grzyby osmofilne omówiłem już w rozdziale mówiącym o pleśniach na artykułach spożywczych i skoncentruję się tu na ich izolowaniu.

Osmofile występują na stosunkowo suchych lub słodkich substancjach w domu. Większość grzybów spotykanych na starych tkaninach lub materiałach skórzanych w piwnicy to osmofile, tak jak pleśnie rosnące na powierzchni dżemów i galaretek. W domu jest ich na tyle dużo, że można je po prostu wyizolować przez otwarcie szalki Petriego na 2 lub 3 godziny w piwnicy lub kuchni. Rzeczą decydującą jest podłoże wewnątrz szalki Petriego. Grzyby osmofiliczne kiepsko rosną na normalnym podłożu kulturowym i często sporulują nienormalnie lub wcale. By je wyizolować musi zostać drastycznie zmniejszona aktywność wodna podłoża. Oznacza to zwiększenie sacharozy w Agarze Czapek'a z 20g na litr do 200-500g na litr, lub dodanie 200-500g maltozy do każdego litra w Agarze Leoniana zamiast zwyczajowych 6,25g. Dla identyfikacji osmofilicznego gatunku Eurotium, większość książek wymaga by były hodowane na słodowym agarze Czapek'a z 40% sacharozy lub na podłożu zawierającym duże ilości gliceryny.

Kolejnym doskonałym źródłem grzybów osmofilicznych jest suszony owoc. Jednakże wielu producentów, produkty te traktuje nietoksycznymi fungicydami i skutecznie wyklucza większość pleśni. Satysfakcjonująca może okazać się próbka suszonego owocu z kilku źródeł, ponieważ niektóre wciąż mogą być płodne. O ile wiadomo, grzyby na suszonych owocach nie wytwarzają toksyn.

Okazuje się, że dobrym źródłem grzybów osmofilicznych mogą być składziki nasion niektórych gryzoni, lecz siedlisko to nie zostało jeszcze wystarczająco zbadane.

Odciskanie zarodników

Większość workowców (ascomycetes) i podstawczaków (basidiomyces) i niektóre inne pleśnie są w stanie siłą wyrzucić swe zarodniki. Możemy skorzystać z tej własności i wyizolować te grzyby poprzez zawieszenie ich nad powierzchnią agaru i pozwolenie by zarodniki zostały na niego wystrzelone. Przy grzybach kapeluszowych i hubach, kawałek blaszki lub tkanki rurkowej można przyczepić do wieczka szalki Petriego pionowo do agaru. Zarodniki spadną następnie na powierzchnię agaru a później wykiełkują (jeśli ma się szczęście). Przy dużych grzybach wystarczy przyczepić pojedynczą blaszkę, płaską stroną w dół, do pokrywki; przy małych, może być nalepiony cały kapelusz. W naszym laboratorium za klej wykorzystujemy zazwyczaj wazelinę, lecz inne rzeczy, takie jak taśma maskująca lub kawałek agaru, także zadziałają.

Workowce, takie jak grzyby kapeluszowe, również można podwiesić nad powierzchnią agaru by zebrać zarodniki. Jednak niektóre z nich, są tak małe, że muszą pozostać na materiale, na którym rosną i tak też być przyklejone. Jednakże pojawia się wówczas problem zakażenia od spadających obruszonych drobin, którego można uniknąć przez odwrócenie szalki i pozwolenie by zarodniki wystrzeliły w górę. Większość workowców może wystrzelić swe zarodniki wystarczająco daleko by sięgnęły wieczka szalki Petriego, lecz podstawczaki tego nie potrafią.

Dobrym sposobem na złapanie workowców, zwłaszcza z łajna, może być zawieszenie otwartej szalki Petriego nad komorą wilgotnościową. Upewnij się jednak, że agar nie dotyka ścianek komory lub materiału wewnątrz. Mądrze jest również wyeliminować jakiekolwiek prądy powietrzne, które mogłyby podwiać zarodniki na agar.

Interesujące wyodrębnienia można wykonać z szalek Petriego, które zostały otwarte i odwrócone nad glebą, kłodami, i innymi materiałami na polu, jeśli zachowa się właściwą ostrożność by wyeliminować prądy powietrzne.


Spis Tresci

JAK HODOWAĆ PLEŚNIE

Każdy kto ma do czynienia z pleśniami, prędzej czy później chce je wyhodować. Identyfikacja pleśni zależy najczęściej od zaobserwowania ich metod wytwarzania zarodników, które w siedlisku naturalnym nie zawsze są oczywiste. Identyfikacja często staje się tak trudna, że konieczne jest wysłanie okazu do odległego uniwersytetu lub laboratorium rządowego. Okazy takie powinny być wysłane najlepiej jako żywe kolonie, które można wyhodować przy udogodnieniach identyfikującego. Nawet jeśli pleśń można zidentyfikować w jej siedlisku naturalnym, wciąż można chcieć ją wyhodować - być może by uzyskać więcej materiału do badań, lub nauczyć się czegoś o jej fizjologii.

Cokolwiek jest powodem hodowania pleśni, przed rozpoczęciem należy zrozumieć kilka rzeczy o ich wymaganiach pokarmowych. Pleśnie, tak jak ludzie, potrzebują źródła energii, źródła azotu, kilku minerałów, i czasem witamin. Niektóre pleśnie są raczej specyficzne odnośnie źródła tych materiałów, i tak jak ludzie, muszą je mieć raczej w formach kompletnych. W przeciwieństwie do tego, wiele grzybów może zaspokoić wszystkie swe potrzeby żywieniowe z bardzo prostych materiałów i skonstruować krok po kroku wszystkie wysoce złożone cząstki, których potrzebują. Gdyby człowiek miał takie zdolności, mógłby napić się z papierowego kubka pełnego prostego roztworu wody morskiej, zjeść kubek, i iść do pracy, pewien, że zjadł solidny posiłek!

Podłoże

Cokolwiek potrzebuje konkretna pleśń, zawsze musi mieć zapewnioną jakąś formę węgla organicznego dla energii, źródło azotu dla białek i do syntezy witamin oraz kilka minerałów. Substancja, na której hodowana jest pleśń w laboratorium nazywana jest podłożem a rosnąca na nim pleśń, kulturą. Podłoże kulturowe może być stałe lub płynne, w zależności od rodzaju informacji jaką chce się uzyskać. Dla potrzeb identyfikacji, stałe podłoża kulturowe są zazwyczaj użyteczniejsze, gdyż pozwalają pleśni łatwiej zarodnikować.

Podłoża stałe

By otrzymać zrównoważony roztwór zapewniający wszystko, czego pleśń potrzebuje do rozwoju, większość podłoży kulturowych jest przygotowywana poprzez rozpuszczenie potrzebnych związków odżywczych w wodzie. Przygotowanie podłoża stałego obejmuje rozpuszczenie zestalonego środka w roztworze, który po ostygnięciu stwardnieje w żel. W przeszłości, do tego celu była stosowana żelatyna, lecz wkrótce przekonano się, że sama żelatyna, białko, mogła służyć jako odżywka dla pewnych grzybów. Rosnąc na żelatynie, grzyby te mogły powodować jej upłynnienie, niszcząc tym samym stałość podłoża.

Od 1880, wyborowym środkiem zestalającym stała się substancja zwana agar-agar (lub powszechniej po prostu agar). Agar ma właściwość rozpuszczania się w dość wysokiej temperaturze (niemal wrzącej wody) lecz krzepnie przy około 45°C. Dlatego, może być wylany na żywe grzyby bez ich zabicia, ale może być stosowany dla organizmów, które rosną w wysokiej temperaturze.

Agar jest względnie stabilny i nie może być spożywany przez większość organizmów, poza kilkoma wyspecjalizowanymi. Jest on ekstrahowany z pewnych alg morskich lub wodorostów w złożonym procesie przemysłowym. Obecnie jest dość drogi, lecz stosowany jest w znacznym stopniu w różnych produktach spożywczych i przemysłowych, jako emulgator, zagęszczacz, lub środek żelujący.

Większość podłoży kulturowych pasuje do jednej z trzech kategorii: 1) syntetyczna, 2) półsyntetyczna, i 3) naturalna. Podłoża syntetyczne składają się ze składników o znanym składzie i stężeniu chemicznym. Podłoża te są użyteczne w badaniach fizjologicznych lub opisowych, gdy konieczne jest dokładne powielenie poprzedniej partii podłoża lub zarejestrowanie skutków usunięcia lub dodania konkretnej substancji. Kilka grzybów przejawia się najlepszym rozwojem na podłożu syntetycznym; muszą zrezygnować z szybkości by stworzyć niezbędne składniki komórkowe ze względnie prostych materiałów. Jednakże, wiele wytwarza struktury zarodnikujące, potrzebne do identyfikacji, o wiele łatwiej na podłożu syntetycznym niż na podłożach innych rodzajów.

Podłoża półsyntetyczne przypominają podłoża syntetyczne pod względem zawartości znanego zestawu składników, lecz różnią się tym, że przynajmniej niektóre składniki mają nieznany lub zmienny skład. Podłoże syntetyczne, w którym wszystkie składniki są chemicznie określone, można uczynić półsyntetycznym dodając substancję taką jak ekstrakt drożdżowy. Wiemy, że ekstrakt drożdżowy zawiera tiaminę i inne witaminy, lecz nie znamy dokładnych ilości lub tego, co jeszcze może być obecne. Wynikiem jest podłoże o dość przewidywalnym składzie lecz nie całkowicie znanym chemicznie. Podłoża półsyntetyczne są powszechnie stosowane w rutynowym działaniu i oferują pewien kompromis między podłożami syntetycznymi a naturalnymi.

Podłoża naturalne są tak nazywane, ponieważ częściowo lub całkowicie składają się z materiałów naturalnych, takich jak zmielone (lub całe) rośliny lub zwierzęta. Plasterek ziemniaka jest naturalnym podłożem kulturowym, tak jak kawałek mięsa lub chleba. Niektóre podłoża naturalne mogą składać się z podłoża syntetycznego rozszerzonego o sok pomidorowy, paski marchewki, lub łodygi roślinne. Podłoża naturalne są często bardzo dobre i pozwalają na sporulacje u grzybów, które w przeciwnym razie pozostają sterylne. Ich główną wadą jest to, że mogą różnić się znacznie w zależności od partii i dlatego nie dostarczają rzetelnych wyników eksperymentalnych. Niemniej jednak, podłoża naturalne są powszechnie stosowane w pracy laboratoryjnej i nie mogą być zastąpione przez żaden inny rodzaj.


Spis Tresci

Podłoża płynne

Podłoża płynne wykorzystywane są w pracy laboratoryjnej gdy cała kolonia musi zostać odzyskana do zważenia lub do ekstrakcji chemicznej. Są one również użyteczne gdy samo podłoże kulturowe ma być przeanalizowane pod kątem zmian chemicznych. Podłoża płynne rzadko są wybierane do celów identyfikacyjnych, ponieważ niewiele pleśni dobrze na nich sporuluje. Wyjątkiem jest praca z drożdżami, grupą grzybów szczególnie przystosowaną do środowisk ciekłych.

Często wskazywano, że jakiekolwiek podłoże zawierające agar jest w najlepszym razie półsyntetyczne. Agar zawiera wiele składników mineralnych i nie może być dogodnie oczyszczony, nawet przez kilkukrotne przemywanie. Dlatego, do badań fizjologicznych, powinno być stosowane podłoże płynne.


Spis Tresci

Kilka użytecznych podłoży

Podłoża opisane poniżej zostały wybrane ponieważ przedstawiają przykład różnorodności typów stosowanych przez mikologów. Istnieje jednakże wiele dodatkowych podłoży; osoby zainteresowane dalszym śledzeniem tej kwestii powinny zasięgnąć bardziej wyspecjalizowanej literatury.

Syntetyczne

Roztwór agaru Czapek'a
Sacharoza30 g
NaNO33,0 g
K2HPO41,0 g
MgSO4·7H2O0,5 g
KCl0,5 g
FeSO4·7H2O0,01 g
Agar15 g
Woda destylowana1000 ml

Roztwór Agaru Czapek'a jest podłożem syntetycznym, powszechnie stosowanym w laboratoriach mikologicznych, szczególnie do identyfikacji gatunków Aspergillus oraz Penicillium. Wiele pleśni wytwarza na nim bardzo charakterystyczne kolonie i może także wydzielać substancje pigmentowe. Rozwój napowietrzny jest często stłumiony a sporulacja może być zwiększona. Jednakże niektóre pleśnie rosną słabo na tym podłożu i mogą nawet zupełnie nie sporulować, często z powodu ich niezdolności do syntezy witamin. Wielu przedstawicieli sprzężniaków nie jest w stanie przetworzyć sacharozy lub azotanów i będzie mieć się bardzo kiepsko na Czapek'u. Problemy może również stwarzać wysoki poziom glukozy. Jak zauważono powyżej, dodanie agaru do tego podłoża czyni je w rzeczywistości półsyntetycznym.

Podłoże polecane dla Penicillium
Glukoza9,1 g
Bufor Tris, doprowadzony HCl do pH 8,0606 mg
KNO3425 mg
KCl485 mg
MgSO4·7H2O493 mg
CaCl2·2H2O44 mg
NaH2PO4·H2O28 mg
FeCl3·6H2O schelatowany 8,5 mg soli dwusodowej EDTA6,2 mg
H3BO36,11 mg
MnCl2·6H2O366 Ág
ZnSO4·7H2O461 Ág
Na2MoO4·2H2O14,5 Ág
CoCl2·6H2O23,8 Ág
CuSO4·5H2O20 Ág
Chlorek tiaminy20 Ág
Biotyna1 Ág
Witamina B121 Ág
Agar15 g
Woda destylowana1000 ml

Podłoże jest przygotowywane jako trzy roztwory wyjściowe, które można przechować i później połączyć w celu utworzenia ostatecznej mieszanki. Roztworami są:

  1. Główne sole wyjściowe: 4,85 g KCl, 4,93 g MgSO4·7H2O, 0,441 g CaCl2·2H2O, 0,88 g NaCl w 1 litrze.
  2. Bufor wyjściowy: 60,6 g/l Tris doprowadzonego HCl do pH 7,8.
  3. Mikroodżywki + witaminy wyjściowe: Jeden litr wyjściowy przygotowany poprzez zmieszanie 5 ml każdego z 54,4 g/l NaH2PO4·H2O, 12,6 g/l FeCl3·6H2O schelatowane 17 g/l soli dwusodowej EDTA, 12,2 g/l H3BO3, 732 mg/l MnCl·6H2O, 922 mg/l ZnSO4·7H2O, 29 mg/l Na2MoO4·2H2O, 47,6 mg/l CoCl2·6H2O, 40 mg CuSO4·5H2O, 40 mg/l chlorku tiaminy, 2 mg/l biotyny, 2 mg/l witaminy B12.

Kompletna mieszanka zawiera w końcowej objętości 1 litra: 15 g agaru, wyjściowe 100 ml każdej z głównych soli i mikroodżywek, oraz 10 ml buforu wyjściowego.

Podłoże to, zostało sformułowane przez dr I. Ahmada do hodowli gatunków Penicillium. Choć na pierwszy rzut oka wygląda na skomplikowane i trudne, zazwyczaj jest przygotowywane z trzech roztworów wyjściowych i nie zajmuje tak długo, jak można by oczekiwać. Do oceny fizjologicznych aktywności pleśni może być zmodyfikowane na kilka sposobów. Różne źródła węgla są najczęściej zastępowane glukozą, a różne źródła azotu azotanem. Jak wyżej wspomniano, azotan jako źródło azotu może być nieodpowiedni dla pewnych grzybów, takich jak Sprzężniaki, niezdolne do spożytkowania azotanów. W takich przypadkach, lepsze może być zastosowanie soli amonu, choć może to spowodować gwałtowne spadki pH. Ponownie, by podłoże było naprawdę "syntetyczne", powinno być bez agaru.

Półsyntetyczne

Zmodyfikowany Agar Leonian'a
Maltoza6,25 g
Ekstrakt słodowy6,25 g
KH2PO41,25 g
Ekstrakt drożdżowy1,0 g
MgSO4·7H2O0,625 g
Pepton0,625 g
Agar20 g
Woda destylowana1000 ml

Podłoże Leonian'a zostało opracowane przez amerykańskiego mikologa L.H. Leoniana, i zostało zaprojektowane by sprzyjać sporulacji pewnych pleśni. Później, na Uniwersytecie Toronto, R.F. Cain stwierdził, że jest odpowiedniejsze dla workowców, jeśli zawiera trochę ekstraktu drożdżowego; stąd termin "zmodyfikowane" w jego nazwie. Jest to podłoże do ogólnego przeznaczenia, które zaplonuje dobrym rozwojem z większością grzybów. Pewne grzyby, takie jak wiele form mikoryzowych, nie wyrosną na Agarze Leonian'a, ponieważ nie są w stanie wykorzystać maltozy jako źródła energii. Dla tych grzybów stosujemy zmodyfikowane podłoże Melina-Norkran'a, które posiada glukozowy komponent energetyczny.

Agar Glukozowo Ziemniaczany
Cienko pokrojone, obrane białe ziemniaki500 g
Glukoza20 g
Agar15 g
Woda destylowana1000 ml

Podgrzej ziemniaki w 60°C przez 1 godzinę i przefiltruj przez gazę. Uzupełnij objętość do 1000 ml i dodaj pozostałe składniki. Gotuj przez 1 godzinę a następnie wysterylizuj.
Agar Glukozowo Ziemniaczany, lub PDA, jak jest zazwyczaj nazywany, jest starym przepisem stosowanym przez patologów roślinnych i wielu mikologów do ogólnego użytku laboratoryjnego.

Agar Sabouraud'a
Glukoza40 g
Pepton10 g
Agar15 g
Woda destylowana1000 ml

Jest to standardowe podłoże stosowane w mikologii medycznej. Dla pleśni tych prawdopodobnie nie ma lepszego niż podłoże Leoniana lub PDA lecz jest po prostu tradycyjnym wyborem i dlatego podłoże to musi być stosowane jeśli kolonie mają być porównywane z koloniami opisanymi przez pracowników medycznych. Może być ono stosowane jako ogólne podłoże laboratoryjne w miejsce Leonian'a lub PDA, choć ilość glukozy jest raczej wysoka i może stłumić sporulacje u pewnych grzybów.

Martin'a Agar Róża Bengalska
Glukoza10 g
Pepton5 g
KH2PO41,0 g
MgSO4·7H2O0,5 g
Streptomycyna30 mg
Róża Bengalska30 mg
Agar15 g
Woda destylowana1000 ml

Dziesięć mililitrów 3,3 g/l roztworu wyjściowego róży bengalskiej dodaje się do podłoża po rozpuszczeniu się pozostałych składników (z wyjątkiem streptomycyny). Po sterylizacji, do ostudzonego podłoża dodawana jest streptomycyna.

Podłoże to jest użyteczne w technikach powlekania (patrz niżej) gdy celem jest spowolnienie wzrostu kolonii w kulturze mieszanej. Zniechęca to rozwój bakterii i niektórych innych organizmów, tak że nie zaleją izolatów z materiałów naturalnych.

Agar glukozowo-peptonowo-ekstraktowo drożdżowy
Glukoza5,0 g
Pepton1,0 g
Ekstrakt drożdżowy2,0 g
NH4NO31,0 g
K2HPO41,0 g
MgSO4·7H2O0,5 g
FeCl3·6H2O0,01 g
Oxgall5,0 g
Propionian sodowy1,0 g
Chlorotetracyklina30,0 mg
Streptomycyna30,0 mg
Agar20 g
Woda destylowana1000 ml

DPYA (Dextrose-peptone-yeast extract Agar) jest doskonałym podłożem do izolowania grzybów z gleby i z innych substratów naturalnych. Oxgall i propionian sodowy ograniczają rozwój pewnych gwałtownie rozprzestrzeniających się grzybów, podczas gdy chlorotetracyklina i streptomycyny odstraszają bakterie. Może ono również być przygotowane jako podłoże o bardziej generalnym zastosowaniu poprzez pominięcie tych czterech substancji hamujących.

Naturalne

Agar V-8
Sok warzywny V-8200 ml
CaCO33,0 g
Agar20 g
Woda destylowana1000 ml

Sok V-8 stosowany w tym podłożu prawdopodobnie zawiera wiele związków odżywczych, które mogą zostać wykorzystane przez grzyby, lecz mamy niewielkie pojęcie, czym one mogą być. Jest to podłoże, które stosowane jest rutynowo w patologii roślin i zdaje się być dobrym uzupełnienie dla Leonian'a lub PDA. Pleśnie, którym nie uda się sporulacja na tych podłożach często silnie sporulują na V-8, lub na odwrót.

Agar Weitzmana i Silva-Hutner'a
Sproszkowana celuloza Alphacel20 g
Płatki zbożowe Pablum dla dzieci10 g
Przecier pomidorowy Hunt'a10 g
KH2PO41,5 g
MgSO41,0 g
NaNO31,0 g
Agar20 g
Woda destylowana1000 ml

Podłoże Weitzman'a i Silva-Hutner'a było przeznaczone do wzmocnienia sporulacji u pewnych medycznie ważnych grzybów, lecz jest także użyteczne dla bardzo wielu innych pleśni. Przekonałem się, że jest ono dobrym (i często lepszym) substytutem dla Agaru V-8 i stosuję je rutynowo w moim laboratorium. Większość moich pleśni hoduję zarówno na Agarze Weitzman'a i Silva-Hutner'a oraz Leonian'a i znalazłem bardzo niewiele, które nie sporulują na jednym lub drugim. Chociaż oryginalny przepis wymaga końcowego dopasowania pH, rzadko to robię, a jednak uzyskuję dobre wyniki.

Przygotowanie podłoża

Mieszanie

Podłoża kultury nie są trudne do przygotowania, nawet w dość prymitywnych warunkach. Często najłatwiej rozpuścić agar oddzielnie w gorącej wodzie a następnie dodać pozostałe składniki. Agar łatwo przypalić gdy jest podgrzewany, więc najlepiej unikać stawiania go bezpośrednio na palnik lub płytę grzejną. Ja zazwyczaj umieszczam agar w kolbie z wodą a następnie zanurzam to w kąpieli wrzącej wody. Po około godzinie, agar będzie rozpuszczony a roztwór będzie czysty. Niektórzy ludzie nie martwią się za bardzo, czy agar jest całkowicie rozpuszczony, czy nie, lecz by uniknąć nierównomiernej partii najlepiej być cierpliwym.

Po rozpuszczeniu agaru można wmieszać resztę składników; one także muszą być całkowicie rozpuszczone. Niektóre składniki, oczywiście, się nie rozpuszczają i muszą być wmieszane w zawiesinę jak najdokładniej.

Rysunek 9 - Szkło do hodowli pleśni.
A: Szalka Petriego z częściowo zdjętą pokrywką.
B: Probówka ze skosem agarowym.

Gdy podłoże zostanie całkowicie wymieszane, musi być następnie przygotowane do sterylizacji. Tutaj trzeba się zatrzymać i zdecydować do czego ma być wykorzystany gotowy produkt. Jeśli mają być zrobione świeże izolaty z materiałów naturalnych lub ma być badana jakaś pleśń, jaką już mamy, będziemy prawdopodobnie chcieli wykorzystać szalki Petriego (Rysunek 9A). Szalki Petriego to małe, okrągłe naczynia, najczęściej o średnicy 9 cm, które mają dno i luźno dopasowaną górę, która wpuszcza powietrze lecz zniechęca do wejścia obcych zarodników. Są one najczęściej używanymi naczyniami do hodowli pleśni i są dostępne albo w trwałej formie szklanej albo jednorazowej plastikowej. Płytki plastikowe są już sterylne przy zakupie, lecz szklane muszą być przez 60 minut ogrzewane w piekarniku w 230°C, by zabić wszystkie obce organizmy i zarodniki, zanim będą mogły być wykorzystane. Lecz więcej o szalkach Petriego później.

Często konieczne jest zachowanie kultur na późniejszy użytek, lub na wysłanie pocztą, w taki sposób, by były mniej podatne na zakażenia zarodnikami roznoszonymi w powietrzu. Konwencjonalną metodą jest zastosowanie probówki lub kultur butelkowych, które mają jedynie wąski wlot (Rysunek 9B). Podłoże kulturowe jest wlewane do probówek, sterylizowane, i pozwala się mu skrzepnąć pod kątem około 30°. Gdy ostygnie, agar wewnątrz ma gładką ukośną powierzchnię do zajęcia przez kolonię. Probówka lub butelka jest zamknięta bawełnianym korkiem, który jest na tyle ciasno dopasowany do probówki, by można go było uchylić bez wypadnięcia. W miejsce bawełny można zastosować nakrętkę lub jeden z kilku środków do zatykania probówki.

Mając na uwadze użycie podłoża, można przystąpić do przygotowania go do sterylizacji. Jeśli ma być wykorzystane na szalkach Petriego, powinno być przeniesione do mniejszych pojemników, co sprawi, że będzie łatwe do nalania. Sterylizowanie napełnionych szalek Petriego jest niepraktyczne, więc napełniamy je po sterylizacji. Jeśli podłoże ma być stosowane w probówkach, powinny być napełnione przed sterylizacją i pochylone później. Czasami korzystnie jest zachować wysterylizowane podłoże w większych butelkach i rozpuścić je później dla napełnienia szalek.

Sterylizacja

Sterylizacja jest najczęściej wykonywana w jakiegoś rodzaju aparaturze, która pozwala gotować na parze przy wysokich ciśnieniach. W laboratorium wykorzystujemy zazwyczaj duży sterylizator zwany autoklaw, lecz prosty szybkowar też dobrze zadziała, pod warunkiem, że ma czujnik ciśnienia. Większość grzybów i innych organizmów można zabić gotując wodę, lecz istnieje kilka, szczególnie bakterii, które mają bardzo odporne zarodniki wymagające surowszych środków. By mieć pewność zabicia wszystkiego, sterylizujemy przez 20 minut w 121°C. By otrzymać tę temperaturę ciśnienie musi być podniesione do 1 kg/cm² (lub 1 atmosfery).

Gdy podłoże jest sterylizowane w autoklawie nie powinno całkowicie wypełniać swego pojemnika. Próba sterylizacji 1 litra podłoża w jednolitrowej kolbie skutkuje zwykle nagłym i dość wybuchowym wrzeniem, gdy zostanie wyjęte z autoklawu. Najlepiej nie napełniać pojemnika bardziej niż do połowy. Niedoświadczeni mikolodzy często przyjmują, że zasadę 121°C przez 20 minut stosuje się we wszystkich sytuacjach. Jednakże, nie wszystkie materiały podgrzeją się wystarczająco by zostać wysterylizowane w 20 minut. Niemiłą niespodzianką jest gdy litr podłoża zostanie zakażony bakterią, ponieważ osoba robiąca sterylizacją usiłowała zrobić całą partię w jednym pojemniku i ledwo udało się ją podgrzać do 100°C przed upływem czasu.

Po sterylizacji podłoże pozostawia się do ostygnięcia i skrzepnięcia. Szalki Petriego muszą być napełnione przed skrzepnięciem podłoża, lecz gdy jest dość chłodne. Podłoże sprawdzamy zazwyczaj trzymając je przy wewnętrznej stronie przedramienia; jeśli jest wystarczająco chłodne do nalania nie będzie zbyt gorące w dotyku. Uważaj jednak by nie pozwolić mu ostygnąć za bardzo, ażeby nie skrzepło w butelce! Wlanie podłoża gdy jest zbyt gorące skutkuje niechcianym skropleniem pary na pokrywce szalki Petriego.

Probówki, jak wskazano wyżej, powinno się pozostawić do skrzepnięcia pod skosem. Każde podłoże agarowe, które skrzepło, może zostać rozpuszczone poprzez podgrzanie w kąpieli wrzącej wody. Rozpuszczenie pół litrowej butelki skrzepniętego podłoża zajmie około godziny, jeśli będzie dobrze zanurzona we wrzącej wodzie. Szalki Petriego wysychają raczej szybko, więc często wygodnie jest trzymać wiele butelek skrzepniętego wysterylizowanego podłoża, które można rozpuścić i wlać w razie potrzeby. Gdy szalki Petriego są napełniane z rozpuszczonego agaru, szyjka butelki powinna być zawsze najpierw podgrzana nad palnikiem, albo alkoholowym albo gazowym, by zabić wszelkie zabłąkane zarodniki, które mogą się na niej znajdować.


Spis Tresci

Hodowla

Technika sterylna

Po przygotowaniu kilku szalek Petriego lub probówek ze sterylnym agarem, można rozpocząć kultywację pleśni. Dla uproszczenia, przypuśćmy najpierw, że w szalce Petriego rośnie już kolonia pleśni i musi być przeniesiona do kolejnej szalki. Rzeczą istotną do zapamiętania jest to, że powietrze i wszystkie narzędzia wystawione na jego działanie są zakażone zarodnikami pleśni i że wykiełkują one i wyrosną jeśli dostaną się na sterylną szalkę. Kroki, które podejmujemy by uniknąć tego zakażenia stanowią to, co nazywa się techniką sterylną.

By przenieść kulturę wykonujemy co następuje:

  1. Weź igłę do zaszczepiania, zwykle jest to cienka igła lub drut na końcu długiego uchwytu takiego jak ołówek i podgrzej ją w płomieniu alkoholowym lub gazowym aż zacznie świecić na czerwono (Rysunek 10A).
  2. Niech przez około 15 sekund igła stygnie. (Gorąca igła zabije pleśń, która ma być przenoszona).
  3. Otwórz szalkę Petriego zawierającą kulturę na tyle szeroko by wprowadzić igłę.
  4. Wysterylizowaną igłą odetnij małą porcję krawędzi kolonii. Transfery koniuszka strzępek sprawdzają się najlepiej gdyż są zazwyczaj najaktywniejszymi częściami kultury; ponadto, transfery z obficie sporulujących części środkowych spowodują rozproszenie zarodników w powietrzu. Transfery koniuszka strzępek są niezbędne zwłaszcza w pracy medycznej. Wycięta krawędź kolonii powinna mieć tylko około 1 mm kwadratowy (Rysunek 10B).
  5. Przenieś kwadracik krawędzi kolonii na sterylną szalkę, upewniając się, że pokrywka jest uchylona jedynie na tyle by zmieścić igłę i wykonać transfer. Wycinek umieść na środku, wycofaj igłę i wypal ją do czerwoności by zabić wszystkie przylegające zarodniki i strzępki (Rysunek 10C, D).
  6. Zamknij wieczko; oznacz szalkę markerem, uwzględniając nazwę kultury i datę. Zazwyczaj wokół boków szalki owijamy cienki pasek filmu parafinowego by zakryć szczelinę, lecz nie jest to absolutnie konieczne; wystarczy jedynie parę kawałków taśmy maskującej by przytrzymać wieczko na miejscu.
  7. Pozostaw kulturę by rosła w bezpiecznym miejscu o jak najmniejszym ruchu powietrza.

Rysunek 10 - Kroki przy technice sterylnej.
A: Igła do zaszczepiania jest podgrzewana nad płomieniem alkoholowym.
B: Mały kawałek kolonii jest wyjmowany z szalki Petriego ...
C: ... i przenoszony do nowej szalki z agarem,
D: co daje szalkę zawierającą na środku kawałek starej kultury.

Przenoszenie z szalek do probówek, lub z probówek do probówek jest wykonywane w podobny sposób. Przy stosowaniu probówek, zawsze wypal wlot by zabić jakiekolwiek zarodniki lub pleśni przenoszone w powietrzu. Nigdy nie kładź na stole bawełnianych korków lub przykrywek od probówek gdyż zbiorą zakażenia.

Sam stół powinien być czysty i może być przemyty wodą, alkoholem, wybielaczem, lub innymi środkami dezynfekującymi. Jednakże niektóre zarodniki mogą przetrwać długie zanurzenie w tych substancjach, nie można więc oczekiwać zabicia wszystkich zarodników na stole.

Wiele laboratoriów jest obecnie wyposażonych w specjalne komory zaszczepieniowe. Niektóre, takie jak nadmuchowe komory laminarne, wykorzystują warstwę sterylnego przefiltrowanego powietrza, przepływającego nad kulturą, co wyklucza zarodniki zakażeń. Jednak niektóre modele takich komór, przenoszą powietrze nad kulturą i na twarz pracownika. Takie urządzenie jest zagrożeniem dla zdrowia i nie powinno być stosowane. Inne komory kulturowe, które składają się jedynie z zamkniętego pojemnika, otwartego z przodu na ręce pracownika, posiadają światło ultrafioletowe, które zabija wszelkie zarodniki wewnątrz pojemnika. Ważne jest tutaj upewnienie się, że światło ultrafioletowe jest wyłączone podczas wykonywania prac, aby uniknąć ryzyka uszkodzenia oczu.

Usuwanie starych kultur

Ponieważ niektóre pleśni mogą powodować ludzkie choroby nierozsądnie je wyrzucać lub myć probówki i naczynia zawierające żywe kultury. Najlepiej je wysterylizować jak poprzednio i wtedy sobie z nimi radzić. Plastikowe szalki Petriego stopią się w sterylizatorze i trzeba trzymać je w garnku lub wiadrze aby zapobiec ich rozlaniu się na wszystko. Można w tym celu zakupić nieroztapialne torby plastikowe, lecz są one jedynie udogodnieniem, nie koniecznością.


Spis Tresci

ZAPOBIEGANIE I LECZENIE ZAKAŻEŃ

Najbardziej nieznośnym problemem przy konfrontacji z próbami uprawy pleśni jest zakażenie innymi pleśniami. Większość zarodników pleśni jest bardzo jasna i łatwo przenoszona w powietrzu. Nawet otwarcie pokrywki szalki Petriego na kilka sekund może pozwolić na wkroczenie organizmów zakażających.

Środki zakażające

Najgorszymi zakażeniami są zazwyczaj pleśnie, lecz problemem mogą być również bakterie i drożdże, zwłaszcza przy próbie izolowania z materiałów naturalnych. Śluzowate lub papkowate kolonie bakteryjne i drożdżowe rosną na wierzchu młodych kultur i po prostu je tłamszą. Wiele bakterii jest ruchliwych i "pływa" wzdłuż strzępek pleśni, gromadząc się przy końcu, gdzie mają udział w składnikach odżywczych wytwarzanych przez enzymatycznie aktywne wierzchołki strzępek.

Promieniowce także mogą od czasu do czasu naruszać kultury. W starszych kulturach mogą rosnąć na wierzchu kolonii pleśni. Promieniowce zazwyczaj wytwarzają duże ilości zarodników i mogą być trudne do wyeliminowania.

Jednym z najgorszych przypadków zakażeń są roztocza. Roztocza są małymi krewnymi pająków i kleszczy, które często żywią się na grzybach. Przepełzają z jednego źródła pleśni na kolejne i w procesie tym przenoszą zarodniki pleśni a w tym promieniowce. Gdy dostaną się do kolekcji kultur są niezwykle trudne do wyeliminowania; zazwyczaj trzeba się cofnąć i powtórnie wyizolować wszystkie swoje kultury by je oczyścić. Techniki na zrobienie tego mogą być trudne i niezwykle powolne. Czasem kultury mogą zostać całkowicie utracone.

Roztocza są dość małe, czasem mniejsze niż 1/10 mm długości, i mogą mieć wiele kolorów. Te, które najczęściej dostają się do kultur są białe do kremowych i ruszają się raczej wolno. Ich jajeczka, także białe, przypominają maleńkie, gładkie piłki futbolowe rozrzucone na powierzchni kolonii. Wszystkie roztocza mają osiem nóg, są zazwyczaj pokryte rzadkimi włoskami, i często pokryte są zarodnikami.

Jeśli znajdziesz roztocza w jednej z twych szalek lub probówek, oddziel je natychmiast od reszty i postaraj się odizolować pleśń do czystej kultury, wolnej od roztoczy. Wstawienie kultury na kilka dni do uszczelnionego pudła zawierającego naczynie z kulkami na mole lub paradichlorobenzenem często zabije roztocza i oszczędzi grzyba, choć przetrwają także zakażenia wprowadzone z roztoczami. Jeśli masz zduplikowaną kulturę lub nie chcesz starej, wysterylizuj zakażoną szalkę lub probówkę, roztocza i wszystko. Nie potrafię wystarczająco mocno podkreślić konieczności zachowania kolekcji przed roztoczami.

Zapobieganie zakażeniom

Zakażenia przenoszone w powietrzu

Najlepszym sposobem na uniknięcie zakażeń jest czystość. Utrzymuj obszar roboczy w jak najczystszym stanie, przecierając wszystkie powierzchnie 10% roztworem wybielacza przed rozpoczęciem pracy. Głównym źródłem zakażeń w kulturach jest kurz z powietrza. Chociaż czystość jest niezbędna, nie powstrzyma całkowicie zakażeń; najczystsze z laboratoriów wciąż będzie mieć problemy. Ilość zarodników z powietrza może zostać drastycznie zmniejszona poprzez wyeliminowanie jak największej liczby prądów powietrza. Wentylatory, klimatyzatory, i wszelkiego rodzaju ruch nieustannie wznieca kurz i powinno się ich unikać. Przynajmniej godzinę przed rozpoczęciem pracy, zamknij okna i drzwi, wyłącz wentylatory i klimatyzatory, i przebywaj poza pomieszczeniem. Takie środki ostrożności mogą być skuteczne, nawet w trudnych warunkach polowych.

Podczas transferu kultur z szalek lub probówek, otwieraj ich wieczka na jak najkrótszy czas. Im krótszy czas na wpuszczenie obcych zarodników, tym lepiej. Mądrze jest również unikać otwierania pokrywek od szalek Petriego szerzej niż to potrzebne na ukończenie pracy. Widziałem jak wielu studentów otwiera szalkę Petriego i odkłada wieczko na stół. Ten zwyczaj jest niepotrzebny i tylko zaprasza zakażenia.

Zarodniki przywierają czasem do szyjek kultur probówkowych i mogą wpaść do środka. Z tego powodu mądrze jest wysterylizować nad płomieniem wloty wszystkich probówek i butelek, które się otwiera.

Zakażenia ze źródeł naturalnych

Gdy kawałek naturalnego materiału włoży się do szalki Petriego, często otrzyma się mieszaninę dwóch kultur, lub kilku organizmów. Tam gdzie jedną z nich jest bakteria, kultura może być zazwyczaj oczyszczona przy pomocy antybiotyków. Do tego celu szczególnie przeznaczone są podłoża takie, jak Agar Róży Bengalskiej Martin'a, który niemal zawsze powstrzymuje bakterie.

Jeśli pleśnie są przyczyną zakażenia należy postąpić jedną z omówionych wcześniej technik separacji selektywnej lub jedną z poniższych procedur "dekontaminacji".

Przy wstępnym izolowaniu grzybów, najważniejszą rzeczą jest uważne obserwowanie kultury na początku rozwoju. Często pożądana pleśń będzie dostępna na początku i łatwo transferowalna, lecz później zostanie całkowicie porośnięta przez pleśnie niepożądane. Przy izolowaniu ze świeżego materiału, pierwsze 12-72 godziny są szczególnie ważne; podczas tego okresu kultury nie powinny pozostawać niesprawdzone przez dłużej niż 15 godzin.

Dekontaminacja

Umiejętność oczyszczenia zmieszanych kultur jest zdolnością, która musi być opanowana przez każdego, kto pracuje z pleśniami. Jest to również jedna z najtrudniejszych rzeczy do nauczenia, gdyż wymaga dobrej znajomości zarówno fungusa pożądanego jak i tego zakażającego. Choć nie będę w stanie zająć się tym tematem ze szczegółami potrzebnymi do oczyszczenia wszystkich kultur, mogę przynajmniej przedstawić nieco ogólnych wytycznych.

Oczyszczanie kultur można przeprowadzić na jeden z dwóch sposobów: (1) mechanicznie, lub (2) chemicznie. Przy pierwszym sposobie, pożądany organizm jest fizycznie oddzielany od reszty, podczas gdy drugi sposób zależy od fizjologii organizmu. Często użyteczne może być zastosowanie obu technik jednocześnie.

Metody mechaniczne

Najprostszymi sposobami oddzielenia pleśni jest rozdzielenie ich na tyle by kolonie wynikłe z ich wykiełkowania nie rosły przez jakiś czas razem. Powszechną metodą jest umieszczenie mieszanki zarodników na agarze z jednej strony szalki Petriego i wykonanie z tej strony pasma aż zarodniki zostaną równomiernie rozprowadzone wzdłuż linii. Rozprowadzanie przeprowadza się drutem do zaszczepiania mającym koniec wygięty w pętlę, tak by nie przeciął powierzchni podłoża. Wysterylizuj pętlę i wykonaj drugie pasmo pod odpowiednim, względem pierwszego, kątem, wzdłuż kolejnego boku szalki. Wychodzi z tego druga linia mająca o wiele mniej zarodników niż pierwsza. Powtórz to trzeci raz, by uzyskać kolejną linię. Zrób to czwarty raz, jeśli wydaje się konieczne, lecz uważaj by nie wejść na pierwszą linię. Po dwóch lub więcej dniach na jednym z pasm będzie widać kilka oddzielnych kolonii, które można zastosować do przeniesienia. Wcześniejsze pasmo będzie zbyt zatłoczone a kolejne zbyt rzadkie. Tej prostej techniki używam najczęściej do oczyszczenia zmieszanych kultur (Rysunek 12).

Podobny rezultat można otrzymać stosując roztwory, co opisano w rozdziale traktującym o technikach izolujących. Gdy oczekiwana pleśń ma bardzo dużą przewagę, okaże się to użyteczniejsze niż technika pasmowania. Weź po prostu mieszaninę zarodników i wymieszaj ją w około 10 ml sterylnej wody. Rozcieńcz to kilka razy i nanieś każde rozcieńczenie oddzielnie. Idealne rozcieńczenie wytworzy szalkę zawierającą około 60 kolonii, z których przynajmniej kilka będzie pożądaną pleśnią.

Rysunek 12 - Technika pasmowania do oddzielenia kolonii pleśniowych lub bakteryjnych. Inokulant zarodników umieszczany jest na powierzchni agaru w punkcie I i jest rozprowadzany sterylną ezą drucianą wzdłuż linii a-a1. Drugie pasmo b-b1 wykonywane jest w przybliżeniu prostopadle do pierwszego pasma a po nim robi się trzecie prostopadłe pasmo c-c1. Czwarte pasmo d-d1 wykonywane jest do środka. Każde kolejne pasmo zawiera mniej zarodników i wynikających kolonii niż poprzednie, dając ostatecznie w d-d1 kilka szeroko oddzielonych kolonii.

Gdy pleśń jest zakażona drożdżami lub bakteriami, zazwyczaj dobrze zadziała technika rozcieńczania. Choć czasami, komórki drożdżowe lub bakteryjne tak przewyższają liczebnie zarodniki pożądanego fungusa, że rozcieńczenia są bezużyteczne. Wówczas pomocne może być wykorzystanie umiejętności tunelowania lub mostkowania włókien fungusa. Stosowaną czasem techniką jest osadzenie w podłożu szklanych pierścieni i otoczenie zakażonej kolonii. Na spodzie szalki Petriego umieszczany jest sterylny, szklany pierścień o wysokości około 10 mm i średnicy 15 mm, z trzema "stopkami" o średnicy 2-3 mm przylepionymi lub przygrzanymi do jego dolnej krawędzi. Następnie wlewane jest sterylne podłoże do normalnej głębokości, uważając by nie przewyższyć lub nie zmoczyć szklanego pierścienia. Po skrzepnięciu podłoża, wymieszana kolonia jest wszczepiana w szklany pierścień. Włókna pleśni będą w stanie przetunelować pod pierścieniem i z powrotem na powierzchnię, podczas gdy bakterie lub drożdże, pozbawione nacisku strzępek, będą ograniczone do pierścienia.

Wierzchołkowy wzrost strzępek pleśni może być wykorzystany do zmostkowania luk w podłożu nie do pokonania dla bakterii i drożdży. Dobrą metodą jest zrobienie małej komory wilgotnościowej poprzez włożenie kilku warstw mokrej bibuły do szalki Petriego. Następnie wysterylizowanie nad płomieniem szkiełka mikroskopowego, położenie na nim, blisko krawędzi, czworoboku z podłoża agaru, zaszczepienie agaru wymieszaną kulturą, i włożenie całości do komory wilgotnościowej. Po kilku dniach strzępki pożądanej pleśni mogą wyciągnąć się w powietrze z bloku agaru. Jeśli to zrobią, umieść kolejny blok agaru na drugim sterylnym szkiełku i przysuń go wystarczająco blisko by zetknął się z powietrznymi strzępkami, lecz nie z samym blokiem. Jeśli się uda, strzępki przejdą na nowy blok, pozostawiając w tyle drożdże i bakterie.


Spis Tresci
Metody chemiczne

W niektórych przypadkach, techniki oczyszczania mechanicznego wydają się po prostu nie działać. Jeśli tak jest, można wykorzystać chemiczne lub odżywkowe różnice między mikroorganizmami. Najbardziej podstawową techniką do zniechęcenia bakterii jest zastosowanie antybiotyków. Większość bakterii jest wrażliwa na antybiotyki, choć żaden antybiotyk nie zadziała na wszystkie. W rutynowej pracy izolacyjnej stosujemy mieszankę antybiotyków, najczęściej streptomycynę i chlorotetracyklinę w stężeniu odpowiednio 30 i 2 mg/l. Mało bakterii jest w stanie rosnąć w takim podłożu, podczas gdy większość grzybów pozostaje bez zmian. W rzeczywistości, grzyby tak tolerują te substancje, że czasem po prostu posypujemy trochę sproszkowanego antybiotyku bezpośrednio na powierzchnię agaru w szalce Petriego.

W przepisie na podłoże Róży Bengalskiej Martin'a, podanej w poprzednim rozdziale, dodawany jest barwnik róży bengalskiej, ponieważ działa jak inhibitor rozwoju bakterii i wielu pleśni. Może być on dodany do jakiegokolwiek podłoża i często pomocny jest przy oddzielaniu kolonii, które w przeciwnym razie gwałtownie się rozprzestrzeniają. Oxgall, stosowany w przepisie DPYA, służy do podobnej funkcji.

Większość pleśni posiada przynajmniej kilka preferencji odżywczych, które odróżniają je od innych pleśni. Jeśli fizjologia tych organizmów jest znana, preferencje te mogą być wykorzystane przy oczyszczaniu kultur. Na przykład sprzężniaki, rosną gwałtownie na podłożu glukozowym lub maltozowym, takim jak Leonian'a, i porosną wszystko, lecz nie mogą rosnąć na jakichś związkach złożonych, takich jak celuloza. Zatem podłoże Czapek'a, z celulozą zamiast sacharozy, będzie na znaczną niekorzyść sprzężniaków.

Zastosowanie podłoża selektywnego do oczyszczania kultur jest tak bardzo zależne od doświadczenia z pleśniami, że trudno generalizować. Początkujący powinien eksperymentować z kilkoma podłożami by zobaczyć co się stanie. Część o selektywnych związkach odżywczych w rozdziale 5 oferuje sugestie na temat konkretnych substancji.


Spis Tresci

PLEŚNIE POD MIKROSKOPEM

Istnieje wiele dobrych tekstów na temat teorii i wykorzystania mikroskopu, więc zakładam, że czytelnik albo ma jakąś wiedzę o mikroskopii albo ją znajdzie. Interesują mnie tu głównie szczególne umiejętności potrzebne przy mikroskopowym badaniu pleśni.

Przygotowanie szkiełek

Większość początkujących stwierdza, że pleśnie są trudne do przygotowania dla mikroskopowego badania. Często preparaty zdają się zawierać jedynie zarodniki lub grzybnię, lub struktury, które są tak odmienne od wszelkich dostępnych ilustracji, że są nieidentyfikowalne. Większość tych problemów może być przezwyciężona przy odrobinie praktyki i z czasem będą wydawać się trywialnymi.

Pierwszą zasadą do zapamiętania przy badaniu pleśni, to by badać młody, aktywnie rosnący materiał. Starsze części kolonii lub pleśni na naturalnym materiale będą często częściowo rozłożone lub tak pokryte zarodnikami, że będą nierozpoznawalne. Najlepszym sposobem na rozpoczęcie jest badanie wzrostu z krawędzi kolonii, gdzie aktywnie wytwarzane są zarodniki. Może to wymagać dwóch lub trzech prób, nim obszar aktywnego zarodnikowania zostanie zlokalizowany, lecz gdy już zostanie, widoczne będą wszystkie cechy wytwarzania zarodników potrzebne do identyfikacji. Jeśli kolonia była na szalce Petriego z innymi pleśniami przez kilka tygodni i już się aktywnie nie rozrasta nie da dobrego materiału do badania.

By zrobić dobry preparat mikroskopowy z koloni pleśni, zacznij od naniesienia małej kropli podłoża montażowego na szkiełko mikroskopowe. Mikroskopowe podłoża montażowe są różnego rodzaju i zostaną omówione oddzielnie; na początek wykorzystaj wodę. Następnie, stosując wysterylizowaną igłę preparacyjną lub zaszczepieniową, usuń małą (nie większą niż 2 mm kwadratowe) porcję kolonii blisko krawędzi, pobierając z nią bardzo cieniutką warstwę powierzchni agaru. Jeśli kolonia jest gruba i włochata, może nie być potrzeby pobierania agaru, lecz przy bardziej spłaszczonej jest to niezbędne. Umieść kawałek kolonii w podłożu montażowym, i rozluźnij ją drugą igłą by dobrze rozpostrzeć włókna. Obsada, która nie została rozluźniona ukarze się jako nieprzejrzysta bryła dająca mało informacji. Umieść szkiełko nakrywkowe na obsadzie, opuszczając jedną krawędź na szkiełko przed drugą, tak by mogły uciec bąbelki powietrza. Pozostałe bąbelki można usunąć z obsady poprzez delikatne podgrzanie jej nad płomieniem alkoholowym. Jeśli zostanie podgrzana zbyt intensywnie, szkiełko nakrywkowe gwałtownie odskoczy, rozpryskując na twarz fungusa i podłoże, więc niezbędne jest podgrzanie jedynie tak, by nieco odparowało, nie aż się zagotuje. Powyższe zdjęcie Harzia verrucosa zostało wykonane z prostego wodnego montażu i sfotografowane przez okular mikroskopu automatycznym aparatem fotograficznym. Zazwyczaj to wszystko, czego potrzeba by zobaczyć to, co chcesz.

Interesująca technika stosowana przez niektórych mikologów do przygotowania obsad mikroskopowych to przylepienie pleśni do kawałka taśmy celofanowej. Taśma jest lekko przyciskana do kolonii, tak że przylepia się do niej trochę strzępek i zarodników. Następnie umieszczana jest lepką stroną do góry w kropli płynu montażowego (patrz poniżej) na szkiełku mikroskopowym i przykrywana jest szkiełkiem nakrywkowym. Technika ta nie jest ograniczona do kolonii w szalkach Petriego; dobrze działa na naturalnie występujących koloniach w większości siedlisk. Technika z taśmą celofanową jest powszechnie stosowana do próbkowania pleśni w środowisku pomieszczeniowym.


Spis Tresci

Kultury szkiełkowe

Większość pleśni da dobre wyniki przy takim przygotowaniu jak powyżej, lecz kilka nastręcza dodatkowych trudności. Najbardziej problematyczne są te, które mają tendencję do rozpadu gdy tylko zostaną obsadzone. Gatunki Cladosporium, Monilia, oraz Alternaria posiadają zarodniki połączone w bardzo kruche łańcuchy, które mogą się rozpaść przy najmniejszym ruchu powietrza. Obsady tych grzybów ukazują niezmiennie jedynie luźne zarodniki i sieć strzępek. By przezwyciężyć ten problem użyteczne jest przygotowanie kultur szkiełkowych (Rysunek 13). Kultury szkiełkowe zrobione są poprzez utworzenie małych komór wilgotnościowych z szalki Petriego zawierającej kawałek szklanej rurki w kształcie litery V spoczywającej na kilku warstwach wilgotnej bibuły. Sterylny kawałek podłoża agarowego około 1 cm kwadratowego umieszczany jest na szkiełku mikroskopowym wysterylizowanym nad płomieniem, a szkiełko jest następnie wkładane do komory wilgotnościowej na rurkę. Fungus jest zaszczepiany blisko czterech krawędzi kostki agaru a na nią kładzione jest sterylne szkiełko nakrywkowe. Po kilku dniach szkiełko może zostać zamontowane w mikroskopie, i można oglądać jak rosną niezakłócone struktury pleśni. Później, jeśli chcemy, można wyjąć spomiędzy szkiełka i nakrywki kostkę agaru i zrobić z nich dwie konwencjonalne obsady szkiełkowe. Jeśli przed zrobieniem tego pozwoliło się im wyschnąć, będzie mniejsze prawdopodobieństwo, że struktury pleśni się rozpadną.

Rysunek 13 - Technika kultury szkiełkowej. Z szalki Petriego wycina się kostkę sterylnego agaru (A) i umieszczana na sterylnym szkiełku leżącym na wygiętej rurce szklanej wewnątrz sterylnej szalki Petriego (B). Krawędzie sterylnej kostki agaru zaszczepia się niewielką ilością zarodników fungusa (C) i przykrywa szkiełkiem nakrywkowym (D) w celu inkubacji. Krążek wilgotnej bibuły w szalce podtrzymuje wilgotność kultury.


Spis Tresci

Podłoża montażowe

Stosowanie wody jako podłoża montażowego jest łatwe i często wystarcza dla satysfakcjonujących preparacji. Jednakże obsady wodne szybko wysychają, i nie pozwalają by jakaś konkretna struktura była lepiej widoczna od innych. Aby przezwyciężyć te problemy, opracowano wiele różnych podłoży montażowych. Choć przygotowanie i stosowanie podłoży montażowych jest sprawą specjalistyczną, istnieje kilka, które są w rutynowym zastosowaniu w większości laboratoriów, ponieważ oferują wyraźne i dobrze znane zalety. Poniżej proponuję przepisy i komentarze dla niektórych z nich.

Woda + środek zwilżający
Woda destylowana100 ml
Środek zwilżającykilka kropli

Można wykorzystać kilka produktów przeznaczonych do stosowania jako fotograficzne środki zwilżające, np. Photo-Flow Kodaka lub Kwik-wet Edwala.

To podłoże montażowe ma tę zaletę, że zapobiega przyleganiu bąbelków powietrza do wielu struktur fungusa. Czasem stosuję je zamiast wody do robienia obsad ze szczególnie suchych pleśni. Wiele grzybów jest trudne do "zmoczenia", nawet gdy stosowany jest środek zwilżający. Dla takich sugeruję włożyć je w kroplę 95% spirytusu na kilka sekund, a następnie, zanim alkohol wyschnie, dodać kroplę odpowiedniego podłoża montażowego. Działa to czasem cuda z najbardziej suchymi pleśniami.

KOH + floksyna
Roztwór 1
Floksyna (różowy barwnik)0,025 g
Woda destylowana100 ml
Roztwór 2
KOH10 g
Woda destylowana10 g

Oba te roztwory trzymane są w oddzielnych butelkach z zakraplaczem. Kropla każdego z nich nanoszona jest na szkiełko mikroskopowe i mieszana igłą tuż przed użyciem.

Jest to użyteczne podłoże barwiące dla podstawczaków i innych grzybów o zwartych i trudnych do rozpostarcia tkankach. Strzępki pleśni barwione są na kolor jasno różowy a zatem są łatwiejsze do oglądania niż w obsadach wodnych. Najlepiej wyciągnąć jak najwięcej płynu spod szkiełka nakrywkowego, dzięki temu kolor tła będzie znacznie bledszy. Obraz powyżej to bazydiospory Dacrymyces lacrymalis obsadzone w KOH + floksyna.

Lakto-fuksyna
Kwas fuksynowy (różowy barwnik)0,1 g
Kwas mlekowy (czysty)100 ml

Lakto-fuksyna nie wyschnie na szkiełku przez kilka tygodni a zatem jest użyteczna jeśli slajd musi być przez jakiś czas zachowany. Schnięcie można przedłużyć jeszcze bardziej uszczelniając krawędzie szkiełka bezbarwnym połyskiem do paznokci. Lakto-fuksyna jest mocnym barwnikiem, który użyteczny jest zwłaszcza przy obsadach anamorfów i innych łatwo rozprzestrzenialnych struktur.

Roztwór Melzer'a
Wodzian chloralu100 g
Jodek potasu5,0 g
Jodyna1,5 g
Woda destylowana100 ml

To podłoże montażowe stosowane jest powszechnie w mikologii. Niektóre tkanki zmieniają w nim kolor na niebieski do czarnawego i mówi się, że są amyloidalne; inne barwią się na czerwono lub ciemno pomarańczowo i zwane są dekstrynoidalne. Na ilustracji powyżej, worki Ustulina vulgaris zostały potraktowane Roztworem Melzer'a. Początkowo jasne czopki workowe zabarwiły się na niebiesko. Roztwór Melzer'a jest dobrym powszechnym podłożem, które klaruje nieco materiał i daje znakomicie ostrą rozdzielczość pod mikroskopem. Dla dobrej rozdzielczości i koloru na zdjęciach przez mikroskop, przygotowuję Roztwór Melzer'a bez jodyny, co daje bardzo jasny roztwór. OSTRZEŻENIE: Z wodzianem chloralu powinno się obchodzić ostrożnie gdyż jest toksyczny. Ponadto w niektórych jurysdykcjach może znajdować się na liście substancji kontrolowanych, wymagających specjalnego pozwolenia na zamówienie i posiadanie.

Niektórzy mikolodzy wolą stosować podłoże montażowe zawierające jodynę bez wodzianu chloralu. Zarówno roztwór Lugola (0,5 g jodyny, 1,5 g jodku potasu, 100 ml wody destylowanej) jak i IKI (1,0 g jodyny, 3,0 g jodku potasu, 100 ml wody destylowanej) są substytutami Roztworu Melzer'a i wytworzą reakcję amyloidalną lub dekstrynoidalną przy wielu grzybach. W rzeczywistości lichenolodzy (ludzie badający porosty) rutynowo stosują Lugola a rzadko Melzer'a. Ilość jodyny może się zmieniać w zależności od wrażliwości grupy badanych grzybów. Choć postawiono argumenty na rzecz tych wszystkich podłoży, najwięcej informacji da prawdopodobnie stosowanie ich w połączeniu.

Zdjęcie powyżej ukazuje trzy worki Agyrium rufum, fungusa powszechnie występującego na suchych gałęziach w słonecznych miejscach. Ten z lewej został obsadzony w Roztworze Melzer'a i nie dał zmian koloru. Ten po środku został umieszczony w podgrzanym, 5% roztworze KOH, a następnie przeniesiony do Melzer'a, dając brązową reakcję wierzchołkowi worka (być może bardziej dzięki KOH niż Melzer'owi). Ten z prawej został obsadzony w Roztworze Lugola i ukazuje amyloidalny wierzchołek i dekstrynoidalną zawartość. Ilustracja zdaje się wskazywać, że Roztwór Lugola jest najlepszym sposobem do zastosowania, lecz nie jest to takie proste: wiele struktur może być silnie amyloidalnych tylko w Roztworze Melzer'a, jak widać na zdjęciu Ustulina vulgaris, lub w Roztworze Melzer'a z wstępnym potraktowaniem KOH, więc jedynie stosowanie wszystkich trzech technik da kompletny profil.

Podłoże montażowe Shear'a
Octan potasu6 g
Gliceryna120 cm³
Etanol 95%180 cm³
Woda destylowana300 cm³
Jodyna1,5 g
Niebieski atrament0,1-0,2% wagowo

Bardzo dobre, uniwersalne podłoże montażowe, które nie wysycha na szkiełku przez kilka tygodni. Tak jak przy Lakto-fuksynie, można je uszczelnić połyskiem do paznokci dla jeszcze dłuższego przeżycia. Niebieski atrament nie był częścią oryginalnego przepisu lecz jest użyteczny jako barwnik ścianek pewnych grzybów. Zdjęcie poniżej ukazuje worek gatunku Claussenomyces obsadzony w Podłożu Montażowym Sheara z niebieskim atramentem. Askospory i zawartość worka zabarwiły się na niebiesko podczas gdy ścianki worka pozostały niezabarwione.

Pewne podłoża montażowe, takie jak lakto-fenol, są powszechnie stosowane w laboratoriach mikologicznych lecz są bardzo toksyczne i nie oferują żadnych korzyści względem wymienionych powyżej.


Spis Tresci

IDENTYFIKACJA PLEŚNI

Identyfikacja pleśni oparta jest prawie wyłącznie na strukturach nośnych zarodników i na samych zarodnikach. Dlatego użyteczne może być dla czytelnika powrócenie do początku i ponowne przeczytanie akapitów w rozdziale 1 i 2, opisujących różne rodzaje pleśni i ich anatomię. Proces identyfikacji obejmuje zazwyczaj klucze, wyspecjalizowane schematy blokowe prowadzące do nazwy organizmu pod ręką. W użyciu jest wiele rodzajów kluczy; tutaj przedstawiamy dwa, klucze dychotomiczne i klucze obrazkowe.

Zastosowanie kluczy dychotomicznych

Najpowszechniejszym sposobem zidentyfikowania pleśni jest wykorzystanie klucza dychotomicznego, bardzo sprytnego narzędzia prezentującego serie alternatyw do rozpatrzenia. Rzut oka na któryś z poniższych kluczy posłuży jako demonstracja. Na przykład, w kluczu dla Grupy I, są dwa wybory pod numerem 1, dwa pod numerem 2, dwa pod numerem 3, itd., aż do numeru 14. Każda para wyborów reprezentuje decyzję do podjęcia odnośnie badanej pleśni. W numerze 1 trzeba zdecydować czy zarodniki pleśni składają się z jednej komórki, czy podzielone są poprzecznymi ściankami na dwie lub więcej komórek. Jeśli są jednokomórkowe, klucz odsyła do rozpatrzenia wyboru pod numerem 2; jeśli są z więcej niż z jednej komórki, trzeba przejść do 12. Ostatecznie serie decyzji doprowadzą do nazwy.

Większość książek, które czytelnik może chcieć zastosować będą mieć klucze dychotomiczne, które działają w ten sam sposób jak te tutaj. Ale uwaga; niektórzy autorzy wprowadzają trzeci lub nawet czwarty, piąty czy szósty wybór w swych kluczach, które mogą nie zostać zauważone jako pierwsze!

Trudno zalecić jedną a nawet kilka książek o identyfikacji. Najlepsze, co mogę zrobić, to nakierować czytelnika na kilka tekstów, jako dobrych punktów wyjściowych. Ainsworth, Sparrow, i Sussman (1973) oraz Arx (1981) oferują klucze do większości grup grzybów, które można napotkać. Jeśli badana pleśń zdaje się nie być workowcem, podstawczakiem lub sprzężniakiem, spróbuj zacząć od Barron (1968), Barnett i Hunter (1987), lub Carmichael et al. (1980). Grzyby tworzące zarodniki na piknidiach można zidentyfikować w Nag Raj (1993) i Sutton (1980). Dla sprzężniaków, zacznij od O'Donnel (1979). Domsch et al. (1980), monumentalna praca traktująca o wszystkich znanych grzybach występujących w glebie, wliczając klucze, ilustracje oraz obszerne cytaty z literatury. Jest ona niezastąpioną książką dla każdego wykonującego poważną pracę z pleśniami. De Hoog i Guarro (1995), Gravesen et al. (1994), Samson, et al. (1995), oraz St. Germain i Summerbell (1996) są pięknie ilustrowanymi książkami, pierwsza i ostatnia mówi o grzybach interesujących medycznie a pozostałe o grzybach znajdowanych na jedzeniu i innych materiałach związanych z człowiekiem. Wang i Zabel (1990), zajmują się grzybami izolowanymi ze słupów telegraficznych, jest to bardzo przydatne odniesienie dla grzybów zasiedlających drewno. Zawiera obszerne klucze i ilustracje.


Spis Tresci

Klucze do sześćdziesięciu powszechnych rodzajów pleśni

W rozdziale tym zajęto się dwoma podejściami do identyfikacji: zestaw kluczy dychotomicznych oraz zestaw kluczy obrazkowych. To który wybierzesz, zależy od preferencji indywidualnych. Niektórzy ludzie są z natury werbalni i najlepiej, gdy wszystko jest dla nich opisane; ci zazwyczaj wolą dychotomiczne lub inne typy kluczy tekstowych. Inni są wzrokowcami i wolą dopasowywać to, co widzą do obrazka. Możesz nawet stwierdzić, że najlepsze jest połączenie ich obu.

Klucze dychotomiczne lub tekstowe

Klucze dychotomiczne opracowane są by działać jak umysł doświadczonego mikologa, eliminując najpierw najpowszechniejsze lub najbardziej oczekiwane grzyby i spychając te mniej powszechne na koniec. Składają się one z kluczy do kilku grup rodzajów. Grupa I zawiera najpowszechniej spotykane rodzaje, grupa II te, które są trochę mniej powszechne, grupa III te które są jeszcze mniej powszechne, i tak dalej aż do końca. By zastosować klucz, zacznij od klucza z grupy I. Jeśli jesteś zadowolony, że fungusa, którego próbujesz identyfikować tam nie ma, spróbuj klucza z grupy II. Jeśli ten nie zadziała, przejdź do grupy III, i tak dalej. Oczywiście szanse są największe, że pleśń, którą chcesz zidentyfikować jest w grupie I, gdyż są to najpowszechniejsze ze wszystkich pleśni. Jeśli twojego fungusa nie ma wśród 60 rodzajów w całym kluczu, będziesz musiał zwrócić się do pełniejszych lub bardziej wyspecjalizowanych książek, takich jak te wymienione powyżej lub w bibliografii.

Należy podkreślić, że wszystkie identyfikacje powinny być porównane z właściwym opisem i ilustracją wynikającą z klucza. Może być także konieczne zwrócenie się do podanych tu odnośników. Grzyby z jednej grupy mogą zostać zidentyfikowane niepoprawnie kluczem do innej grupy i tylko opis i ilustracja ujawni pomyłkę. Na przykład, Paecilomyces z grupy II doprowadzi do Penicillium w grupie I, lecz problem ten zostanie odkryty tylko po sprawdzeniu opisów i ilustracji.

Przejdź do klucza tekstowego dla: Grupa I, Grupa II, Grupa III, Grupa IV, Grupa V.

Klucze obrazkowe

Klucze te ułożone są w ten sam sposób, co klucze dychotomiczne: to jest, pierwszy zestaw obrazków ilustruje najpowszechniej występujące pleśnie. Te w drugim zestawie są także powszechne, lecz nie tak powszechne, jak te w grupie pierwszej. By zastosować klucze, przeszukaj pierwszą grupę by sprawdzić, czy twój nieznany okaz pasuje do jednego z obrazków. Jeśli myślisz, że pasuje do jednego z nich, kliknij na obrazek po dalsze informacje. Jeśli dopasowanie nie jest bardzo dobre, powróć i spróbuj ponownie. Jeśli gatunku nie ma w Grupie I, przejdź do Grupy II.

Przejdź do klucza obrazkowego dla: Grupa I, Grupa II, Grupa III, Grupa IV, Grupa V.


Spis Tresci

Klucze do niektórych powszechnych rodzajów pleśni

Grupa I

1. Zarodniki 1-komórkowe 2.

1. Zarodniki z więcej niż jednej komórki 12.

Zazwyczaj jest to widoczne. Sporadycznie zarodniki mogą mieć ciemne obszary przypominające septy, lecz te nie będą widoczne w sekcji optycznej gdy skupisz się na środku zarodnika.

2. (1) Kolonie, zarodniki, oraz inne tkanki są bezbarwne lub jasno zabarwione 3.

2. Kolonie, zarodniki, i/lub inne tkanki są ciemno zabarwiano 8.

Ciemnym kolorem jest albo brązowy albo czarny. Najlepsze oznaczenie koloru ciemnego pochodzi z patrzenia na samą kulturę, albo bezpośrednio albo przez mikroskop preparacyjny. Pod mikroskopem złożonym, wiele brązowych struktur będzie wyglądać prawie bezbarwnie.

3. (2) Zarodniki wytwarzane w łańcuchach 4.

Często zarodniki doszczętnie się rozpadają po umieszczeniu w obsadzie wodnej. U wielu gatunków Aspergillus i Penicillium kilka zarodników pozostanie zgrupowanych, tak więc możesz założyć, że początkowo były w łańcuchach. Z drugiej strony, gatunek Cladosporium wytwarza łańcuchy zarodników, które zupełnie się rozdzielają przy kontakcie i nie pozostawiają wskazówki o swej pierwotnej orientacji. Najłatwiejszym sposobem na sprawdzenie tego jest przebadanie kolonii pod obiektywem 10x mikroskopu złożonego, uważając by zarodniki nie dostały się na soczewki.

3. Zarodniki nie wytwarzane w łańcuchach 6.

4. (3) Konidiospory z nabrzmiałą główką lub butelkokształtne fialidy tworzące pęcherzyk -» Aspergillus.

4. Konidiospory nie nabrzmiałe na szczycie 5.

5. (4) Zarodniki w nierozgałęzionych łańcuchach, wytwarzane z wiązek fialid cylindrycznych do butelkowatych; kolonie zazwyczaj zielone -» Penicillium.

Porównaj z Paecilomyces (Grupa II), Gliocladium (Grupa III), Scopulariopsis (Grupa III), oraz Talaromyces (Grupa IV).

5. Zarodniki wytwarzane w rozgałęzionych łańcuchach z niezróżnicowanych konidiosporów; kolonie często bardzo szybko rosnące i różowe -» Chrysonilia.

6. (3) Zarodniki tworzone w zarodni z kolumelami; często z kolumelą widoczną jedynie jako nabrzmiały czubek strzępki; strzępki bez przegród -» Mucor.

Porównaj z Rhizopus (Grupa I), Mortierella (Grupa II), Absidia, Circinella (Grupa V), oraz Zygorhynchus.

6. Zarodniki wytwarzane zewnętrznie; strzępki z przegrodami 7.

7. (6) Konidiospory dobrze wykształcone i zazwyczaj z centralną osią; bardzo szybko rosną i z konidiosporami wytwarzanymi zazwyczaj w małych poduszkach strzępek; często zielone -» Trichoderma.

Porównaj z Verticillium (Grupa II), Gliocladium (Grupa III).

7. Konidiospory słabo wykształcone lub ich brak; fialidy wytwarzane pojedynczo wzdłuż strzępek wegetatywnych; strzępki często połączone w "sznury"; rzadko, lub nigdy zielone -» Acremonium.

Porównaj z Verticillium (Grupa II), Sporothrix (Grupa IV), i Phialophora (Grupa IV).

8. (2) Zarodniki w łańcuchach, wytwarzane zewnętrznie (9).

8. Zarodniki nie w łańcuchach, wytwarzane wewnątrz sporangium lub owocników (piknidia) (10).

9. (8) Konidiospory z nabrzmiałą główką lub butelkokształtne fialidy mające pęcherzyk; nierozgałęzione łańcuchy konidialne -» Aspergillus.

9. Konidiospory bez nabrzmiałego wierzchołka; łańcuchy zarodników często rozgałęzione; zarodniki często zarówno jedno- jak i dwukomórkowe -» Cladosporium.

10. (8) Zarodniki wytwarzane wewnątrz owocnika (piknidium) ze ścianką komórkową; przegroda strzępkowa -» Phoma.

Porównaj z Pyrenochaeta (Grupa IV), Microsphaeropsis (Grupa IV), a także upewnij się, że worki nie występują na bardzo wczesnym etapie.

10. Zarodniki wytwarzane wewnątrz sporangium z kolumelą, często z kolumelą widoczną jedynie jako nabrzmiały czubek strzępki; strzępki bez przegród 11.

11. (10) Sporangiofory z ryzoidami (rozgałęzione "korzenie") przy podstawie -» Rhizopus.

Porównaj z Absidia (Rysunek 2B).

11. Sporangiofory bez ryzoid -» Mucor.

Porównaj z Mortierella (Grupa II), Absidia (Rysunek 2B), Circinella (Grupa V), oraz Zygorhynchus (Rysunek 2C).

12. (1) Zarodniki jedynie z poprzecznymi przegrodami 13.

12. Zarodniki zarówno z poprzecznymi jak i z pionowymi przegrodami 14.

13. (12) Zarodniki ciemne, wytwarzane w rozgałęzionych łańcuchach -» Cladosporium.

13. Zarodniki bezbarwne lub jasno kolorowe, przeważnie z więcej niż z dwóch komórek, często łódeczkowate, wytwarzane zazwyczaj w śluzowatych masach; kolonie często różowe -» Fusarium.

Porównaj z Cylindrocarpon (nie wymieniony tutaj), Candelabrella, Monacrosporium (oba z Grupy III), oraz z Trichophyton (Grupa V).

14. (12) Zarodniki zazwyczaj w łańcuchach, zazwyczaj buławowate; kolonie szare do brązowych -» Alternaria.

Porównaj z Ulocladium i Stemphylium (Grupa II).

14. Zarodniki w skupiskach lecz nie w łańcuchach, zazwyczaj sferyczne; kolonie często (lecz nie zawsze) jasno pomarańczowe lub żółte i purpurowawe na odwrocie -» Epicoccum.

Porównaj ze Stemphylium (Grupa II).


Spis Tresci
Grupa II

1. Kolonie składają się ze strzępek, lub przynajmniej obecnych jest kilka strzępek 2.

1. Kolonie bez strzępek; wytwarzane mogą być krótkie łańcuchy "pączkujących" komórek 16.

2. (1) Zarodniki 1-komórkowe 3.

2. Zarodniki z więcej niż jednej komórki 14.

3. (2) Zarodniki i strzępki bezbarwne lub jasno kolorowe 4.

3. Zarodniki i/lub strzępki ciemno kolorowe 10.

4. (3) Zarodniki wytwarzane w łańcuchach 5.

4. Zarodniki nie wytwarzane w łańcuchach 7.

5. (4) Zarodniki wytwarzane z małych skupisk spiczastych fialid, często raczej ostrych na końcach -» Paecilomyces.

Porównaj z Penicillium (Grupa I), Talaromyces (Grupa IV) oraz Verticillium (Grupa II).

5. Zarodniki wytwarzane poprzez prostą fragmentację segmentów strzępek w osobne komórki 6.

6. (5) Bardzo wolno rosnące kolonie (wolniej niż 5 mm/tydzień), często szare, często o silnym ziemistym zapachu; strzępki zazwyczaj mniejsze niż 1 µm średnicy -» Streptomyces.

6. Szybciej rosnące kolonie, z owocowym zapachem lub bezzapachowe, większe strzępki -» Geotrichum.

Porównaj z Geomyces (Grupa IV).

7. (4) Zarodniki wytwarzane w sporangiach, o często pękniętym sporangium, i reprezentowanym jedynie przez proste tępe sporangiofory (nie nabrzmiałą kolumelę); kolonie często o aksamitnej fakturze i różowe do brązowych -» Mortierella.

Porównaj z Mucor (Grupa I) oraz Absidia (Rysunek 2B).

7. Zarodniki wytwarzane zewnętrznie 8.

8. (7) Zarodniki wytwarzane w dużej ilości i całkowicie pokrywające powierzchnię dużych komórek granicznych; komórki konidioforów często po wyschnięciu spłaszczone w naprzemiennych płaszczyznach; kolonie często wytwarzające czarną kamienistą sklerocję -» Botrytis.

Porównaj z Chromelosporium (nie wymieniona tutaj).

8. Zarodniki wytwarzane na szczytach komórek granicznych i nigdy ich nie pokrywają; komórki konidioforów nie spłaszczone charakterystycznie po wyschnięciu 9.

9. (8) Konidia wytwarzane w małych okrągłych masach na szczytach fialid; fialidy w spiralach, zwężające się stopniowo do bardzo wąskiej końcówki -» Verticillium.

Porównaj z Acremonium (Grupa I).

9. Konidia wytwarzane pojedynczo na końcach krótkich gałęzi; lub w krótkich łańcuchach, nie na fialidach; komórki wytwarzające zarodniki nie w spiralach -» Chrysosporium.

Podobne są Sepedonium i Trichophyton (obie Grupa V) oraz Geomyces (Grupa IV).

10. (3) Zarodniki wytwarzane w sporangiach lub w owocnikach 11.

10. Zarodniki wytwarzane zewnętrznie 12.

11. (10) Zarodniki wytwarzane wewnątrz gęsto owłosionych owocników (perytecjum), bardzo ciemne; worki obecne gdy młode -» Chaetomium.

11. Zarodniki wytwarzane w sporangiach (Powróć do 7).

12. (10) Konidiofory zjednoczone w formę dużej synnemy (koremium), które ma sterylną podstawę i górną część dźwigającą zarodniki, często w towarzystwie zarodników Echinobotryum (Grupa V), -» Cephalotrichum.

Porównaj z Trichurus i Graphium (obie z Grupy III).

12. Konidiofory nigdy nie zjednoczone w formę takich struktur 13.

13. (12) Zarodniki powstające w gęstych masach bezpośrednio z nabrzmiałości na wegetatywnej grzybni; kolonie zazwyczaj raczej płaskie i wilgotne -» Aureobasidium.

Porównaj z Exophiala (Grupa III).

13. Zarodniki całkowicie pokrywające zakończenia komórek wyprostowanych konidioforów; kolonie kosmate i raczej suche; często obecna czarna sklerocja -» Botrytis.

14. (2) Zarodniki jedynie z poprzecznymi ściankami, bezbarwne; kolonie białe do różowych; często związane z nicieniami -» Orbilia.

Porównaj z Trichothecium (Grupa V). Należą tu także gatunki określane dawniej Arthrobotrys, Candelabrella, Dactylella, Geniculifera, oraz Monacrosporium.

14. Zarodniki z poprzecznymi i pionowymi ściankami, ciemno brązowe 15.

15. (14) Konidiofory bardziej lub mniej proste ze względu na swe wydłużenie bezpośrednio poprzez zbliznowacenie poprzedniego zarodnika, dźwigające tylko jeden zarodnik na raz -» Stemphylium.

Porównaj z Pithomyces (Grupa IV).

15. Konidiofory często o nieco zygzakowatym wyglądzie w wyniku nowej narośli tuż poniżej szczytu, często dźwigające na każdym zakręcie zarodnik -» Ulocladium.

Porównaj z Pithomyces (Grupa IV) oraz Curvularia (nie wymienione tu).

16. (1) Komórki bardzo małe, rzadkie, o średnicy większej niż 1-2 µm, dzielące się poprzez prosty podział na dwie komórki potomne o równym rozmiarze, zawierające czasem pojedynczy wewnętrzny zarodnik -» Bakterie.

16. Komórki zazwyczaj większe niż 1-2 µm średnicy, dzielące się poprzez pączkowanie, z komórką potomną widoczną jako mały "bąbelek" powstający ze ścianki komórki macierzystej, zawierający czasem jeden lub więcej wewnętrznych zarodników (askosporów) -» Drożdże.

Porównaj z Aureobasidium (Grupa II), Candida i Exophiala (obie Grupa III).


Spis Tresci
Grupa III

1. Zarodniki jednokomórkowe 2.

1. Zarodniki z więcej niż jednej komórki 10.

2. (1) Konidiofory połączone w złożoną synnemę ze sterylną podstawą i plenną częścią górną 3.

2. Konidiofory samotne, nigdy nie tworzą złożonych struktur, czasem nieobecne 4.

3. (2) Zarodniki wytwarzane w dużej bezbarwnej kropli płynu na szczycie synnemy -» Graphium.

Porównaj z Pesotum (nie wymienione tu).

3. Zarodniki wytwarzane wzdłuż boków górnej części synnemy, suche, przeplatane luźno zwiniętymi włoskami -» Trichurus.

4. (2) Zarodniki wytwarzane w łańcuchach 5.

4. Zarodniki nie wytwarzane w łańcuchach 6.

5. (4) Zarodniki brązowe, wytwarzane z wiązki mocno obrzmiałych komórek (fialid) -» Memnoniella.

(Patrz Stachybotrys)

5. Zarodniki zazwyczaj szare, jasno brązowe, lub bezbarwne, wytwarzane z wiązek komórek w kształcie butelki (annelidy) -» Scopulariopsis.

Porównaj z Penicillium (Grupa I) i Scedosporium.

6. (4) Zarodniki wytwarzane w małych wiązkach w kilku "węzłach" wzdłuż wyprostowanych konidioforów -» Gonatobotrys.

6. Koniuszki zarodników lub konidiofory wyraźnie nienależycie wykształcone 7.

7. (6) Zarodniki tworzone wzdłuż strzępek z wyraźnie niezróżnicowanych komórek; kolonie białe, wilgotne, i płaskie -» Candida.

7. Zarodniki wytwarzane na wierzchołku wyrazistych konidioforów lub fialid; rozmaity wygląd kolonii 8.

8. (7) Konidiofory małe i niepozorne, zazwyczaj składające się z krótkich komórek lub odgałęzień funkcjonujących jako annelidy; kolonie często czarne i drożdżopodobne; zarodniki zbierające się w mokre masy na szczycie konidioforów, czasem pączkujące -» Exophiala.

8. Konidiofory duże i wydatne; kolonie nigdy niepodobne do drożdży 9.

9. (8) Konidiofory nierozgałęzione lub rzadziej tak bardzo proste; zarodniki powstają ze szczytowej wiązki obrzmiałych komórek (fialid) -» Stachybotrys.

9. Konidiofory bardzo rozgałęzione; zarodniki powstają z wiązek wąskich komórek (fialid), wytwarzane w śluzowatej masie -» Gliocladium.

Porównaj z Leptographium (Grupa V), Penicillium (Grupa I), i z Scedosporium.

10. (1) Zarodniki ciemnobrązowe, raczej duże, kilkukomórkowe -» Bipolaris.

Porównaj z Pithomyces (Grupa IV), i z Trichocladium (Grupa V).

10. Zarodniki bezbarwne; zazwyczaj związane z nicieniami. Anamorfy Orbiliaceae przejdź tu 11.

11. (10) Zarodniki samotne na szczytach długich nierozgałęzionych do słabo rozgałęzionych konidioforów -» Orbilia.

Gatunki określane uprzednio Arthrobotrys, Candelabrella, Dactylella, Geniculifera, oraz Monacrosporium także tu przynależą.

11. Kilka zarodników na każdym konidioforze 12.

12. (11) Zarodniki wytwarzane są na całej długości wydłużonych i bardziej lub mniej zygzakowatych konidioforów -» Orbilia.

Gatunki określane uprzednio Arthrobotrys, Candelabrella, Dactylella, Geniculifera, oraz Monacrosporium także tu przynależą.

12. Konidiofory wytwarzają serie krótkich odgałęzień z pojedynczego lokusu (świecznikowate), gdzie każde odgałęzienie zawiera zarodnik -» Orbilia.

Gatunki określane uprzednio Arthrobotrys, Candelabrella, Dactylella, Geniculifera, oraz Monacrosporium także tu przynależą.


Spis Tresci
Grupa IV

1. Zarodniki jednokomórkowe 2.

1. Zarodniki z więcej niż jednej komórki 11.

2. (1) Zarodniki wytwarzane w wyrazistych owocnikach posiadających strzępkowe lub komórkowe ścianki 3.

2. Zarodniki wytwarzane zewnętrznie 6.

3. (2) Owocniki lub masa zarodników brązowe lub czarne 4.

3. Owocniki i masa zarodników bezbarwne lub jasnokolorowe 5.

4. (3) Zarodniki brązowe; owocnikom (piknidiom) brak kolców -» Microsphaeropsis.

Porównaj z Myrothecium (Grupa V).

4. Zarodniki bezbarwne lub jasnokolorowe; owocniki (piknidia) z kolcami wokół wierzchołkowego otwarcia -» Pyrenochaeta.

5. (3) Owocniki (klejstotecja) złożone ze strzępek; zazwyczaj z obfitym pędzlowatym anamorfem -» Talaromyces.

Porównaj z Gymnoascus (Grupa V) oraz Arachniotus (nie wymienione tu).

5. Owocniki (klejstotecja) z wyraźnymi ściankami komórkowymi; zazwyczaj z wydatnym anamorfem charakteryzującym się butelkowatymi fialidami utworzonymi na obrzmiałym pęcherzyku wierzchołkowym -» Teleomorfy Aspergillus.

Gatunek Penicillium może mieć kilka teleomorfów.

6. (2) Zarodniki wyraźnie ciemno brązowe lub czarne 7.

6. Zarodniki bezbarwne lub dość blade 8.

7. (6) Zarodniki zazwyczaj sferyczne i chropowate, z dwoma strzępkowymi połączeniami; strzępki przeważnie bez przegród -» Zygospory Pleśniakowców.

Związane zazwyczaj z Absidia, Mucor, Rhizopus, Zygorhynchus (podobny do Mucor), itd. Po więcej szczegółowego omówienia ukształtowania tych struktur, przeczytaj o zygosporangiach (ang.).

7. Zarodniki dyskoidalne lub jajowate, często z bezbarwną opaską, zazwyczaj gładkie, tylko z jednym połączeniem z konidioforem; strzępki z przegrodami -» Arthrinium.

Porównaj z Wardomyces oraz Nigrospora (obie z Grupy V).

8. (6) Zarodniki w łańcuchach (czasem przerywanych sterylnymi komórkami) 9.

8. Zarodniki nie w łańcuchach 10.

9. (8) Łańcuchy zarodników często charakteryzują się przemiennymi seriami zarodników i wąskich sterylnych komórek (paciorkowatych z wyglądu); włókna nigdy nie ciemne -» Geomyces.

Porównaj z Chrysosporium (Grupa II).

9. Łańcuchy zarodników składające się z jednakowo walcowatych zarodników, nigdy z naprzemiennymi sterylnymi komórkami; konidiofory często ciemne -» Oidiodendron.

10. (8) Zarodniki powstają z wierzchołka kolbokształtnych fialid z jaskrawym kołnierzem -» Phialophora.

Porównaj z Exophiala (Grupa III).

10. Zarodniki powstające na szczytach nieco postrzępionych konidioforów -» Sporothrix.

11. (1) Zarodniki powstające w dwukomórkowych owocnikach (piknidiach) -» Diplodia.

11. Zarodniki powstają zewnętrznie, z więcej niż dwiema komórkami -» Pithomyces.

Porównaj z Trichocladium (Grupa V).


Spis Tresci
Grupa V

1. Zarodniki jednokomórkowe 2.

1. Zarodniki z więcej niż jednej komórki 11.

2. (1) Zarodniki powstają w gęstych masach wewnątrz swego rodzaju struktur 3.

2. Zarodniki wytwarzane zewnętrznie, nigdy z jakiegoś rodzaju złożonej struktury 5.

3. (2) Zarodniki wytwarzane wewnątrz cienkościennych sporangiów, które są zakrzywione w krótkie haczyki -» Circinella.

Porównaj z Mucor (Grupa I).

3. Zarodniki nigdy nie wytwarzane w zakrzywionych sporangiach 4.

4. (3) Owocnikująca struktura to sporodochium zawierające warstwę konidioforów; zarodniki w śluzowatych masach, bardzo ciemno zielone -» Myrothecium.

4. Owocnikująca struktura to klejstotecjum zawierające worki (gdy młode) i askospory; zarodniki suche przy dojrzałości; nigdy nie związane z fialidami -» Gymnoascus.

5. (2) Zarodniki brązowe do czarnych 6.

5. Zarodniki jasno kolorowe lub bezbarwne 8.

6. (5) Zarodniki chropowate, z wydłużonym szczytowym dziobkiem; często powiązane z Cephalotrichum (Grupa II) -» Echinobotryum.

6. Zarodniki gładkie 7.

7. (6) Zarodniki zazwyczaj powstają w małych skupiskach, zazwyczaj jajowatych lub pocisko-kształtnych, z wąską bezbarwną przepaską (szczelina zarodkowa [ang. - germ slit]); może być związek ze Scopulariopsis (Grupa III) -» Wardomyces.

7. Zarodniki samotne, zazwyczaj sferyczne do nieco sferycznych spłaszczonych, często ze szczeliną zarodkową -» Nigrospora.

8. (5) Konidiofory ciemno brązowe, gęsto rozgałęzione na wierzchołku i dźwigające bezbarwne zarodniki w kropli płynu -» Leptographium.

Porównaj z Phialocephala, Thysanophora, oraz Verticicladiella (nie wymienione tu).

8. Konidiofory bezbarwne 9.

9. (8) Zarodniki całkowicie pokrywające duże zgrubienie na szczycie wyprostowanego konidioforu -» Oedocephalum.

Porównaj z Cunninghamella.

9. Konidiofory nie są dobrze rozwinięte i brak im nabrzmiałości na końcu 10.

10. (9) Zarodniki względnie duże, zazwyczaj sferyczne, chropowate -» Sepedonium.

Kilka grzybów wytwarza duże sferyczne rzeźbione zarodniki. Ważne wśród nich są Histoplasma capsulatum oraz niektóre gatunki Mortierella. Histoplasma capsulatum jest poważnym ludzkim patogenem; jeśli uważasz, że obecny jest w twojej kulturze, nie otwieraj pokrywki.

10. Zarodniki dość małe, zazwyczaj jajowate, gładkie; często powodujące infekcje skóry u zwierząt, wliczając ludzi -» Trichophyton.

11. (1) Zarodniki ciemne (przynajmniej niektóre komórki) 12.

11. Zarodniki bezbarwne 13.

12. (11) Zarodniki z długimi przydatkami na wierzchołku, powstają w sporodochium -» Pestalotiopsis.

12. Zarodnikom brak przydatków, nie w sporodochium -» Trichocladium.

Porównaj z Dendryphiella.

13. (11) Zarodniki dwukomórkowe, wytwarzane w łańcuchach z wierzchołka wyprostowanych konidioforów -» Trichothecium.

13. Zarodniki zazwyczaj z więcej niż z dwóch komórek lub nieregularnie jedno- do kilku-komórkowych, nie powstające z wyraźnych konidioforów; powodujące często infekcje skóry u zwierząt, wliczając ludzi -» Trichophyton.

Porównaj z Microsporum.


Spis Tresci

Grupy kluczy obrazkowych

Grupa I

Oto pierwsza grupa najpowszechniejszych pleśni, jakie można napotkać.
Kliknij na obrazek po więcej informacji.



Grupa II

Oto druga grupa najpowszechniejszych pleśni, jakie można napotkać.
Kliknij na obrazek po więcej informacji.




Grupa III

Oto trzecia grupa najpowszechniejszych pleśni, jakie można napotkać.
Kliknij na obrazek po więcej informacji.



Grupa IV

Oto czwarta grupa najpowszechniejszych pleśni, jakie można napotkać.
Kliknij na obrazek po więcej informacji.




Grupa V

Oto czwarta grupa najpowszechniejszych pleśni, jakie można napotkać.
Kliknij na obrazek po więcej informacji.




Spis Tresci

OBRAZKOWY INDEKS PLEŚNI


Acremonium murorum

Alternaria alternata

Arthrinium phaeospermum

Aspergillus tamarii

Aureobasidium pullulans

Bipolaris

Botrytis cinerea

Candelabrella - brak

Candida albicans

Cephalotrichum - brak

Chaetomium globosum

Chrysonilia sitophila

Chrysosporium pannorum

Circinella muscae

Cladosporium herbarum

Dendryphiella - brak

Diplodia mutila

Echinobotryum - brak

Epicoccum purpurascens

Eurotium rubrum

Exophiala dermatitidis

Fusarium equiseti

Geniculifera - brak

Geomyces destructans

Geotrichum candidum

Gliocladium roseum

Gonatobotrys - brak

Graphium ulmi

Gymnoascus gypseus

Leptographium procerum

Microsphaeropsis - brak

Monacrosporium - brak

Mortierella wolfii

Mucor circinelloides

Myrothecium roridum

Nigrospora

Oedocephalum - brak

Oidiodendron - brak

Paecilomyces lilacinus

Penicillium chrysogenum

Pestalotiopsis microspora

Phialophora verrucosa

Phoma glomerata

Pithomyces

Pyrenochaeta lycopersici

Rhizopus oryzae

Scedosporium prolificans

Scopulariopsis brevicaulis

Sepedonium

Sporothrix schenckii

Stachybotrys

Stemphylium botryosum

Streptomyces coelicolor

Talaromyces wortomannii

Trichocladium

Trichoderma viride

Trichophyton mentagrophytes

Trichothecium roseum

Trichurus - brak

Ulocladium chartarum

Verticillium theobromae

Wardomyces anomala

Drożdże
 

Spis Tresci

INDEKS DO OPISÓW I ILUSTRACJI

Acremonium


Acremonium murorum

Gatunek Acremonium rozpoznawany jest po pojedynczych do słabo rozgałęzionych, zwężonych fialidach, powstających z wegetatywnych włókien i dźwigających mokre skupisko przeważnie jednokomórkowych zarodników (konidiów). Włókna są czasem powiązane ze sobą w "sznury" o średnicy kilku komórek. Ilustracje przedstawiają tu Acremonium w ich najwęższym znaczeniu, lecz w pewnym momencie do tego rodzaju włączona została wielka różnorodność gatunków. Prawie każdy gatunek dźwigający bezbarwne lub jasnokolorowe konidia na raczej prostych niezabarwionych fialidach może być określony jako Acremonium. Seifert et al. (2011) przedstawia klucz do przynajmniej 50 rodzajów, które mogą być pomylone z Acremonium. Nawet wzięte w swym najwęższym znaczeniu, gatunki Acremonium są niemal niemożliwe do zidentyfikowania bez zastosowania metod molekularnych.

Powszechne w glebie, na szczątkach roślinnych, murszejących grzybach, itp. Niektóre zdają się pasożytować na żywych grzybach.

Klasyfikacja: w wąskim znaczeniu gatunki Acremonium są przeważnie członkami Hypocreomycetidae.
Holomorfy: Emericellopsis, Hapsidospora, Leucosphaerina, Nectria, oraz wiele innych.
Odn: Domsch et al, 1980; Gams 1971.


Alternaria


Alternaria alternata - wierzch/spód

Ciemno brązowe zarodniki powstają w prostych lub rozgałęzionych łańcuchach z wierzchołków prostych ciemnych konidioforów i podzielone są na kilka komórek poprzecznymi i pionowymi ściankami. Nowe zarodniki wytwarzane są poprzez wytłoczenie materiału ścianki przez por na szczycie poprzedniego zarodnika. Najczęściej odizolowane od butwiejących materiałów roślinnych; powodujące także choroby roślin. Zarodniki gatunku Alternaria są rozpraszane dzięki prądom powietrznym i są zazwyczaj obfite w powietrzu na zewnątrz.

Klasyfikacja: Pleosporales.
Holomorfy: Clathrospora, Comoclathris, Leptosphaeria, Lewia.
Odn: Ellis 1971, 1976; Joly 1964; Simmons, 1967, 1981, 1982a, 1982b, 1986a,1986b, 1986c, 1990, 1993a, 1993b, 1993c, 1994a, 1994b, 1995, 1996a, 1996b, 1997, 1998, 1999, 2000.


Arthrinium


Arthrinium phaeospermum

Zarodniki (konidia) są ciemno brązowe i zazwyczaj występują w masach podobnych do winogron na białych wełnistych koloniach. Zarodniki są spłaszczone i mają bezbarwną linię na krawędzi. Przy kiełkowaniu pękają wzdłuż tej linii jak muszla małża. U niektórych gatunków włókna mają ciemne ścianki poprzeczne. Powszechne na martwych roślinach, zwłaszcza trawach i turzycach, i często wyodrębniane z powietrza w pobliżu trawiastych miejsc na jesieni. Rysunek przedstawia kilka gatunków. Na zdjęciach jest Arthrinium cuspidatum występujący na martwych łodygach traw na słonych bagnach w St. Andrews, New Brunswick.

Klasyfikacja: Apiosporaceae (Sordariomycetidae).
Holomorfy: Apiospora, Physalospora, Pseudoguignardia.
Odn: Ellis 1971.


Arthrobotrys


Arthrobotrys anchonia chwyta nicienia

Charakteryzuje się wysokimi, bezbarwnymi konidioforami mającymi na szczycie, i często w kilku obrzmiałych miejscach poniżej, wiązki zarodników (konidiów). Konidia są blade, 2 do 3 komórkowe, i pozostawiają po zrzuceniu wyraźne blizny na konidioforze.

Anamorfy Orbiliaceae (gatunek Arhrobotrys wszystkie są prawdopodobnie drapieżnikami na nicieniach (nematodach). Do chwytania tych mikroskopowych robaczków wykorzystują kilka aparatów, wliczając (a) pierścienie zaciskające oraz (b) lepkie sieci pętli. Pierścienie zaciskające działają trochę jak dobrze znana muchołówka. Gdy pochłonięty szukaniem bakterii lub innych małych jadalnych cząsteczek nicień, wchodzi w jeden z tych pierścieni, komórki pierścienia nagle się nadymają i nicień zostaje uwięziony. Działanie zaciskania tych pierścieni jest tak potężne, że nicień zostaje prawie przecięty na pół. Lepkie sieci są mniej teatralne niż pierścienie zaciskające, choć wywierają własny rodzaj grozy. Gdy nicień wchodzi na sieć pętli, zostaje schwytany przez bardzo silny "klej" i nie jest w stanie uciec. W obu przypadkach, schwytany nicień najpierw gwałtownie walczy a następnie zdaje się zapadać w stan śpiączki. Następnie fungus wpuszcza w nicienia swe włókna i go trawi. Po otrzymaniu ze swej zdobyczy wystarczającej ilości związków odżywczych, fungus rozmnaża się poprzez wytworzenie wiązek konidiów na szczytach długich konidioforów.

Dzięki przełomowym badaniom doktorów Donalda Pfistera i Michaela Liftika (Pfister, 1994, 1997; Pfister i Liftik, 1995) mamy obecnie o wiele lepsze zrozumienie historii życia gatunków Arthrobotrys. Autorzy ci dostarczyli przekonującego dowodu, że gatunki Arthrobotrys są aseksualnym przejawem dobrze znanego rodzaju miseczniaków (Discomycetes) Orbilia, grupy workowców powszechnie występującej na martwym drewnie, rozkładającej materiały roślinne, glebę oraz łajno. Choć gatunki Orbilia były uprzednio uważane za prostszych dekomposterów, obecnie zdajemy sobie sprawę, że mogą być aktywnymi drapieżnikami.

Gatunki Arthrobotrys są niewątpliwie ważne w kontrolowaniu ilości nicieni, wliczając te, które powodują zniszczenia w uprawach rolniczych. By je badać trzeba mieć najpierw kulturę nicieni. Utrzymujemy je na słabym podłożu z naniesionymi drożdżami lub bakteriami. Mieszanka z odwodnionej grochówki także zdaje się być dobrym pokarmem dla nicieni. By zobaczyć Arthrobotrys, do kultury nicieni wprowadza się szczyptę gleby. Po kilku dniach pułapki stają się obfite.

Klasyfikacja: Orbiliaceae. Chociaż stadia płciowe przypominają miseczniaki bezwieczkowe (ang. - inoperculate discomycetes), mogą nie być blisko spokrewnione. Dr Joey Spatafore, przypisuje je na stronie The Tree of Life do Klasy Orbiliomycetes, grupy miseczniaków, różniących się zarówno od Leotiomycetes jak i od Pezizomycetes.
Holomorfy: Orbilia.
Odn: Haard 1968, van Oorschot, 1985, oraz Rubner, 1996.


Aspergillus


Aspergillus tamarii

Rozpoznawany po swych wyraźnych konidioforach, powstających z dobrze zdefiniowanej "komórki stopy", a zakończonych nabrzmiałym pęcherzykiem dźwigającym fialidy w kształcie kolby. Fialidy mogą powstawać bezpośrednio na pęcherzyku (a) lub na znajdującym się w środku metulu (b). Niektóre gatunki mogą formować masy grubościennych komórek zwanych "komórkami hülle" (c). Zarodniki spotyka się w kilku kolorach, w zależności od gatunku, i wytwarzane są w długich łańcuchach z końców fialid. Zwykle izolowane są z gleby, szczątków roślinnych, oraz z domowego kurzu; czasem patogeniczne dla człowieka.

Klasyfikacja: Trichocomaceae (Eurotiales).
Holomorfy: Emericella, Eurotium, Neosartorya, i inne.
Odn: Klich, 2002; Klich i Pitt, 1988; Raper i Fennell 1965; Samson 1979; Samson i Varga, 2007; Samson et al., 2011; Seifert, 2000. Samson et al (2004) posiada doskonałą prezentację z kluczem, ilustracjami, omówieniami oraz opisami gatunków powszechnie występujących na pokarmie oraz w środowiskach pomieszczeniowych. Zadziała on bardzo dobrze dla większości gatunków Aspergillus występujących w środowiskach pomieszczeniowych, lecz będzie mniej użyteczny dla siedlisk zewnętrznych, zwłaszcza w tropikach.


Aureobasidium


Aureobasidium pullulans - wierzch/spód

Jest to jeden z kilku rodzajów "czarnych drożdży", charakteryzujący się głównie powolnym wzrostem i czarnymi, papkowatymi koloniami. Zarodniki wytwarzane są w wielkich masach wzdłuż włókien i występują na krótkich bocznych odgałęzieniach lub rurkach. Gdy zarodniki są uwalniane pozostawiają maleńkie chropowate blizny. Podobne są gatunki Exophiala lecz zarodniki nie pozostawiają szorstkich blizn tak jak Aureobasidium. Czarne drożdże występują na wielu siedliskach; niektóre gatunki Exophiala mogą nawet powodować choroby u ludzi. Aureobasidium pullulans, najczęściej sprawozdawany i prawdopodobnie jedyny gatunek Aureobasidium jest powszechnym mieszkańcem filoplanu (phylloplane - powierzchnia liścia) lecz jest także często odnotowywany w glebie, drewnie, pomnikach z kamienia oraz w ludzkiej skórze. Budynki z kamienia, które poczerniały po latach często posiadają obfite nasilenia Aureobasidium pullulans.

Klasyfikacja: Dothioraceae Dothideales. Holomorfy nieznane.
Odn: Hoog i Hermanides-Nijhoff 1977; Hoog i Yurlova, 1994; Takeo i Hoog, 1991.


Bakterie


Bacillus

Bacillus aureus

Bacillus coagulans

Spirillum

Escherichia coli

Bakterie nie są grzybami i są tu zawarte tylko dlatego, że zawsze będą znajdowane tam gdzie występują grzyby. Formują one mokre lub śluzowate kolonie, często o raczej jasnych kolorach i nieprzyjemnych zapachach. Komórki są niemal zawsze bardzo małe, przyjmując różne kształty, wliczając dobrze znane pręciki (bacilli), sfery (cocci) oraz helisy (spirilla). Niektóre gatunki, takie jak te z Streptomyces i rodzaje powiązane, mogą formować wielokomórkowe włókna. Wiele bakterii jest ruchomych, pływając swobodnie po szkiełku mikroskopowym lub na wilgotnej szalce Petriego. Zdjęcia powyżej ilustrują kilka cech bakterii. Z lewej jest kolonia gatunku Bacillus, sfotografowana w próbce wody ze stawu. Każda z komórek w kształcie pałeczki zawiera grubościenny endospor. Dalej jest grupa pałeczek Bacillus aureus, gatunek, który można wyizolować z pewnych pokarmów, takich jak smażony ryż, a który może powodować biegunkę u ludzi. Escherichia coli, po środku na dole, jest normalnym mieszkańcem ludzkiego przewodu pokarmowego i występuje zarówno w postaci łagodnej jak i korzystnej. Ponieważ Escherichia coli zawsze znajduje się w przewodzie pokarmowym, jej obecność w wodzie i w innych materiałach jest dobrym wskaźnikiem zakażenia kałem. Organizm na dole z lewej to gatunek Spirillum, powszechny w stawach bogatych w związki pokarmowe. Zauważ zakrzywiony kształt, który w większych komórkach stanie się luźną helisą oraz wiązkę lub wić na końcu każdej komórki. Wici, które mogą występować pojedynczo lub w skupiskach, są głównym środkiem lokomocji bakterii. Bakterie muszą być traktowane z dużą ostrożnością gdyż niektóre są patogeniczne dla ludzi.

Rutynowa identyfikacja bakterii wymaga specjalistycznego wyposażenia nie dostępnego normalnie dla mikologów. Chociaż morfologia może odgrywać rolę przy identyfikacji, ważne jest również wykorzystanie baterii testów fizjologicznych i odżywczych. Badania taksonomiczne oparte na homologiach kwasu nukleinowego ukazały, że tradycyjne metody klasyfikacji bakterii są często sprzeczne z dowodami genetycznymi. Współcześni bakteriolodzy wciąż korzystają z tradycyjnych metod, lecz te są szybko zastępowane przez bardziej niezawodne metody stosujące sekwencje genetyczne. Podstawowym odniesieniem dla metod tradycjonalnych jest 9 wydanie Podręcznika o Bakteriologii Oznaczeniowej Bergey'a (Manual of Determinative Bacteriology) (Holt, 1994).


Beauveria


Beauveria bassiana

Gatunek Beauveria wytwarza raczej wolno rosnące białe bawełniaste kolonie. Reprodukcja jest obfita a konidia są łatwo odrywalne, warunek prowadzący często do rozproszenia kolonii gdy myślimy, że ostrożnie przenieśliśmy tylko jedną. Jednokomórkowe bezbarwne konidia powstają wzdłuż cienkiego włókna, które wydłuża się w zygzakowaty sposób w miarę wytwarzania konidiów. Konidia wytwarzane są na krótkich kolcach lub wyrostkach, nadając komórkom konidiogennym kolczasty wygląd. Gatunki Tritirachium podobne są do niektórych gatunków Beauveria pod względem posiadania zygzakowatych komórek konidiogennych, lecz różnią się brakiem wyrostków na konidiogennych komórkach i wytwarzaniem żółto brązowych do purpurowych kolonii. Gatunki Beauveria występują powszechnie w związku z owadami lub siedliskami wspierającymi owady. Powszechnie występują w mieszkaniach prywatnych, gdzie rozkładają prawdopodobnie martwe ciała owadów, pająków oraz roztoczy. Mogą również atakować żywe owady i powodować małe epidemie. Beauveria bassiana, najlepiej znany przedstawiciel tego rodzaju został obszernie przebadany jako potencjalny środek do kontroli biologicznej szkodliwych owadów.

Glare i Inwood (1998) a także Rehner i Buckley (2005) starannie przebadali kultury Beauveria bassiana, Beauveria amorpha, Beauveria brongniartii, Beauveria caledonica oraz Beauveria vermiconia jak również pewne odmiany Beauveria bassiana, które nie pasowały bardzo dobrze do koncepcji tego gatunku. W swych analizach zastosowali narzędzia tradycyjne jak również molekularne, i wywnioskowali, że wszystkie z tych gatunków należą do różnych klad. Dlatego sugeruje to, że wszystkie są "dobrym" gatunkiem. Niestety żadna z tych prac nie dostarcza kluczy, choć Glare i Inwood podali wykres pomiarów zarodników, który może być pewną pomocą przy określaniu.

Klasyfikacja: Cordycipitaceae.
Holomorfy: Cordyceps.
Odn: Domsch et al., 1980; Hoog, 1972.


Bipolaris


Bipolaris

W gatunkach Bipolaris duże, ciemne, wielokomórkowe zarodniki, wytwarzane są z porów wzdłuż stopniowo wydłużających się, ciemnych konidioforów. Często komórki zarodników zdają się mieć bardzo grube ścianki. Kiełkowanie następuje jedynie poprzez dwa końce komórek (stąd nazwa rodzajowa). Gatunki Drechslera różnią się tym, że posiadają zarodniki, które kiełkują za pośrednictwem każdej komórki. Gatunki Curvularia są podobne, lecz zarodniki nigdy nie wydają się bardzo grubościenne. Powszechne na martwym lub butwiejącym materiale roślinnym, zwłaszcza na trawach.

Klasyfikacja: Pleosporaceae (Pleosporales).
Holomorfy: Cochliobolus.
Odn: Ellis 1971, 1976 (z Drechslera).


Botrytis


Botrytis cinerea

Gatunki Botrytis wytwarzają szorstkie, brązowe konidiofory z rozgałęzionymi szczytami. Zarodniki (konidia) pokrywają najwyższe gałęzie i wytwarzane są synchronicznie. Gdy kolonie zaczynają wysychać, komórki konidioforów często się spłaszczają w naprzemienne powierzchnie względem siebie. Wiele izolatów wytwarza czarną sklerocję podobną do kamienia. Izolowane najczęściej z martwych lub żywych roślin i często powodują choroby roślin. Głównym problemem jest gnicie przechowywanych owoców i warzyw spowodowane gatunkami Botrytis. Jarvis (1977) napisał ważny przegląd Botrytis, który omawia wiele aspektów tego ekonomicznie ważnego rodzaju, aczkolwiek nie może zostać wykorzystany do identyfikacji gatunków.

Klasyfikacja: Sclerotiniaceae (Sclerotiniales).
Holomorfy: Botryotinia, Ciboria, Sclerotinia.
Odn: Ellis 1971; Hennebert 1973.


Candelabrella


brak obrazka

Konidiofory wysokie i dźwigające bezbarwne 2- do 5-komórkowe zarodniki (konidia) na szczytach krótkich odgałęzień wierzchołkowych. Jak nazwa wskazuje, rozgałęzienie jest jak kandelabr. Gatunki są drapieżnikami nicieni i chwytają je w uciskające pierścienie (a) lub lepkie sieci (b). Gatunki Arthrobotrys są podobne lecz nie posiadają konidioforów z rozgałęzionymi szczytami. Niektórzy autorzy uważają te dwa rodzaje za nie do odróżnienia.

Klasyfikacja: Orbiliaceae. Choć stadia płciowe przypominają jeden z miseczniaków bezwieczkowych, mogą nie być blisko spokrewnione. Dr Joey Spatafora, przypisuje je na stronie The Tree of Life do Klasy Orbiliomycetes, różniących się zarówno od Leotiomycetes oraz od Pezizomycetes.
Holomorfy: nieznane.
Odn: Cooke 1969; Rifai i Cooke 1966; Rubner, 1996.


Candida


Candida albicans

Choć często wydają się podobne do pleśni, gatunki Candida są tak naprawdę grzybami drożdżowymi, różniąc się od grzybów strzępkowych kilkoma raczej fundamentalnymi rzeczami. Komórki ich strzępek są zazwyczaj raczej luźno przyczepione i będą się fragmentować przy naruszeniu. Zarodniki wytwarzane są na "strzępce" i stają się tak liczne, że włókna mogą zostać całkowicie przesłonięte. Zarodniki mogą się reprodukować poprzez "pączkowanie". Obfitość zarodników może nadać kolonii pastowaty lub śluzowaty wygląd. Gatunki Candida są powszechne w glebie i w szczątkach organicznych oraz mogą także powodować ludzkie choroby. Choć organizmy te żyją często na ciałach ludzi i innych ssaków powodując niewielkie szkody, jeśli układ odpornościowy zostanie naruszony lekami immunosupresyjnymi lub chorobą, mogą powodować poważne infekcje a nawet śmierć. Ludzie zarażeni wirusem HIV często narażeni są na zakażenie kandydozą, nazwa choroby powodowana przez Candida albicans. Nie wszystkie gatunki Candida powodują choroby u ludzi, wiele występuje w powiązaniu z roślinami lub owadami i w ogóle nigdy nie wpływa na ludzi.

Klasyfikacja: Saccharomycetales, jeden z tak zwanych Hemiascomycetes lub drożdży.
Holomorfy: Entelexis, Hyphopichia, Issatchenkia, Metschnikowia, Saccharomycopsis, Stephanoascus.
Odn: Barnett i Pankhurst 1974; Lachance et al, 2011.


Cephalotrichum


brak obrazka

Ciemnobrązowe konidiofory połączone są w pęczki tworząc długą złożoną strukturę owocnikującą (synnemę). Górna połowa synnemy pokryta jest annelidami w kształcie kolby dającymi początek łańcuchom szarobrązowych zarodników (konidiów). Cephalotrichum stemonitis posiada akcesorium formy zarodnikowej Echinobotryum powstające z łodyżek synnemy i na otaczających strzępkach. Inne gatunki, takie jak Cephalotrichum microsporum, zobrazowane po prawo, posiadają tylko jedną formę zarodnikową. Gatunki Trichurus są podobne, różnią się posiadaniem prostych do spiralnych włosków występujących wśród annelid. Młoda synnema gatunków Trichurus może nie mieć dobrze wykształconych włosków i może być mylona z gatunkami Cephalotrichum. Spokrewnione z Scopulariopsis. Wiele gatunków zostało umieszczonych w Doratomyces w starszej literaturze. Powszechne w glebie, łajnie, oraz butwiejących materiałach roślinnych.

Klasyfikacja: Microascaceae.
Holomorfy: nieznane.
Odn: Morton i Smith 1963.


Chaetomium


Chaetomium globosum

Charakteryzują się gęstymi włoskami, jajowatymi owocnikami (perytecjami) zawierającymi worki, które z kolei mieszczą 4-8 brązowych zarodników (askospor). Włoski perytecjalne mogą przybierać różne formy, w zależności od gatunku. Askospory zbierają się w gęstych masach na zewnątrz perytecjum. Większość gatunków jest silnymi dekomposterami celulozy i występuje tam gdzie ten substrat jest obfity, na przykład w glebie, łajnie lub gnijących roślinach.

Klasyfikacja: Chaetomiaceae (Sordariomycetidae).
Anamorfy: Acremonium, Botryotrichum, Chrysosporium, Scopulariopsis, Trichocladium, lub brak.
Odn: Ames 1963; Arx et al., 1986; Seth 1970.


Chrysonilia


Chrysonilia sitophila

Rozpoznawana po swych rozgałęzionych łańcuchach, jasnych lub jasno zabarwionych zarodników (konidiów) powstających z niepozornych konidioforów. Zarodniki wytwarzane są poprzez "pączkowanie", z najmłodszymi na szczytach łańcuchów.

Gatunki Chrysonilia, wliczając Chrysonilia sitophila, czerwoną pleśń chleba, produkują bardzo szybko rosnące różowe kolonie i liczne zarodniki. Zarodniki są suche i z łatwością oddzielają się od siebie. Ponieważ łączą w sobie gwałtowny wzrost i płodną reprodukcję, gatunki Chrysonilia mogą bardzo szybko zakazić inne kultury laboratoryjne. W laboratorium szkolnym lub uniwersyteckim, gdzie wielu uczniów może hodować grzyby w tym samym czasie, grzyby te mogą powodować epidemie na laboratoryjną skalę, niszcząc każdą kulturę, z którą wejdą w kontakt. Najlepszą strategią jest wyrzucenie wszystkich szybkorosnących, różowych, proszkowatych kultur, bez ich otwierania.

Neurospora, holomorf gatunków Chrysonilia, jest powszechnie stosowany jako organizm eksperymentalny. Więcej wiadomo o fizjologii i genetyce Neurospora niż o jakimkolwiek innym fungusie. Askospory gatunków Neurospora opierają się kiełkowaniu póki nie napotkają pewnego rodzaju fizycznego lub chemicznego stymulatora. W naturze, askospory występują w glebie i są aktywowane ciepłem. Zatem gatunki Neurospora i związane z nimi anamorfy Chrysonilia można często znaleźć na powierzchni gleby po pożarach lasu lub trawy. Mogą również występować na powierzchni gleby, która została częściowo wysterylizowana w szklarni. Można je wyizolować z gleby traktując uprzednio próbkę alkoholem lub ciepłem (zobacz omówienie Techniki stresowe).

Wiele tekstów wciąż umieszcza gatunek Chrysonilia w rodzaju Monilia. Jednakże gatunki Monilia są pasożytami roślinnymi, powszechnie powodującymi miękką brązową zgniliznę owoców pestkowych (brzoskwiń, moreli, itd.), i nie są blisko spokrewnione z Chrysonilia. Powszechne w glebie, mieszkaniach, na owocach, i jako szkodniki laboratoryjne.

Klasyfikacja: Sordariaceae (Sordariomycetidae).
Holomorfy: Neurospora.
Odn: Samson et al, 2004.


Chrysosporium


Chrysosporium fastidium


Chrysosporium pannorum

Zarodniki (konidia) wytwarzane są na wegetatywnych włóknach poprzez nabrzmienie ścianki a następnie odizolowanie przez ściankę poprzeczną. Konidia mogą być końcówką na włóknie lub w różnych miejscach na jego długości. Mogą pojawiać się łańcuchy konidiów oddzielonych czasem pustymi komórkami. Większość gatunków jest całkowicie bezbarwna do żółtego.

Gatunki Chrysosporium okazały się być anamorfami wielu różnych grzybów (patrz niżej), sugerując, że nie są grupą o wyjątkowych przodkach natomiast są polifiletyczne. Te różne pochodzenia odzwierciedla ich ekologia; niektóre gatunki są psychrotolerancyjne (zdolne do rozwoju w niskich temperaturach) podczas gdy inne, w przeciwieństwie, są termotolerancyjne (zdolne do rozwoju w wysokich temperaturach). Jak również, niektóre są osmotolerancyjne (tolerujące suchość lub stres osmotyczny) podczas gdy inne nie są. Choć często gatunki nie są fizycznie złożone lub bardzo charakterystyczne, ich różnorodność fizjologiczna jest wielką pomocą przy ich identyfikacji.

Rosną w glebie, łajnie oraz w butwiejącym materiale roślinnym. Niektóre są w stanie rozkładać włosy, kopyta i skórę.

Klasyfikacja: Onygenaceae (Onygenales).
Holomorfy: Aphanoascus, Apinisia, Arthroderma, Bettsia, Chaetomium, Gymnoascus, Pectinotrichum, Psathyrella, Renispora, Rollandina i inne.
Odn: Carmichael 1962; Van Oorschot 1980.


Circinella


Circinella muscae

Kolonie raczej szorstkie i szybko rosnące. Zarodniki wytwarzane w ciemnych sferycznych sporangiach, które powstają wzdłuż sporangioforów na mocno wykrzywionych lub haczykowatych odgałęzieniach. Włókna posiadają kilka ścianek poprzecznych a zatem przypominają długie, puste rurki. Najbardziej charakterystyczną cechą jest mocno haczykowate odgałęzienie sporangialne. Występują w glebie, w łajnie i na butwiejących orzechach.

Klasyfikacja: Mucoraceae (Zygomycota).
Odn: Arambarri i Cabello, 1996; Hesseltine i Fennell 1955; Zycha i Siepmann 1970.


Cladosporium


Cladosporium herbarum

Kolonie ciemno zielonkawe do czarnych, czarne na odwrocie, i względnie wolno rosnące. Ciemne zarodniki są jedno lub dwukomórkowe i występują w długich, rozgałęzionych łańcuchach, które wyłaniają się z ciemnego konidioforu. Najmłodszy zarodnik znajduje się na szczycie łańcucha. Najmniejsze poruszenie przerywa łańcuchy, sprawiając, że mikroskopowe obsady całej struktury są prawie niemożliwe. Rodzaj najlepiej rozpoznaje się dzięki bliznom widocznym na zarodnikach, gdzie przyczepione były sąsiednie. Bardzo powszechne na butwiejących roślinach i grzybach; fungus najpowszechniej izolowany z powietrza, zarówno pomieszczeniowego jak i zewnętrznego.

Zawsze trudno było zidentyfikować gatunki Cladosporium. Większość izolatów z powietrza i z siedlisk związanych z ludźmi dotyczyło jednego z trzech gatunków, rozróżnianych według następującego klucza:

1. Zarodniki zazwyczaj o elipsoidalnym kształcie, jedynie rzadko kuliste - 2.

1. Zarodniki często niemal kuliste -» Cladosporium sphaerospermum.

 2. Zarodniki gładkie -» Cladosporium cladosporioides.

 2. Zarodniki brodawkowate -» Cladosporium herbarum.

Niestety, taksonomiczna rzeczywistość jest taka, że istnieje o wiele więcej gatunków Cladosporium, być może setki więcej, niż te trzy. Wiele jest znanych z konkretnych roślin lub ze szczególnych obszarów geograficznych. Wiele nie zostało jeszcze wyhodowanych w kulturze a wiele pozostaje nieopisanych. Najnowsza książka o Cladosporium pod redakcją Crous et al (2007) poświęcona jest temu trudnemu rodzajowi na kilka sposobów i dostarcza kluczy, opisów oraz ilustracji pomagających w identyfikacji. Jest to duży postęp w taksonomii Cladosporium, który bez wątpienia pobudzi do dalszych badań.

Klasyfikacja: Davidiellaceae (Dothideales).
Holomorfy: Davidiella, Mycosphaerella oraz Venturia
Odn: Bensch et al., 2012; Crous et al., 2007; Ellis 1971, 1976; de Vries 1952; Wang, 1990.


Dendryphiella


brak obrazka

Gatunków Dendryphiella nie ma wśród najpowszechniejszych grzybów, lecz wszelkie izolaty z plaż oceanicznych ukażą je w obfitości. W siedlisku tym znane są dwa gatunki, Dendryphiella arenaria, z lewej, oraz Dendryphiella salina z prawej. Oba są powszechne lecz często nie pokrywają się w swych zasięgach, Dendryphiella salina występuje w klimatach chłodniejszych a Dendryphiella arenaria w cieplejszych. Inne gatunki, w tym rodzaju, występują na rozkładających się roślinach w miejscach lądowych. Gatunki Dendryphiella rozpoznaje się po ich rozwijających się sympodialnie komórkach konidiogennych, wytwarzających ciemne porokonidia z kilkoma poprzecznymi septami.

Mikolodzy długo debatowali, czy te dwa gatunki morskie należą do tego samego rodzaju Dendryphiella, czy do Scolecobasidium. Są one bardzo podobne morfologicznie, więc rozróżnienie tak naprawdę sprowadza się do pewnych bardzo niejasnych cech. Dela Cruz et al (2006) sprawił ostatecznie, że kontrowersja ta poszła na spoczynek przedstawiając dowód molekularny, iż Dendryphiella arenaria i Dendryphiella salina są ze sobą blisko spokrewnione i jedynie bardzo luźno powiązane z gatunkiem Scolecobasidium. Oczywiście istnieje jeszcze dodatkowa kwestia do rozwiązania; rodzaj Dendryphiella został wytypowany (specjalnie stworzony) dla Dendryphiella interseminata (Berk. & Ravenel) Bubák, gatunek początkowo opisany z Phytolacca decandra (=Phytolacca americana), amerykańskiego alkiermesu (szkarłatka) oraz z Cicuta maculata, Szczwół plamisty. Nie wiadomo jeszcze czy Dendryphiella interseminata jest blisko spokrewniona z dwoma gatunkami morskimi czy nie. Jeśli nie, nasi dwaj plażowi mieszkańcy będą musieli znaleźć dom w jeszcze innym rodzaju.

Siedlisko: butwiejące łodygi i algi morskie.

Klasyfikacja: Pleosporaceae (Pleosporales).
Holomorfy: nieznane.
Odn: Kohlmeyer i Volkmann-Kohlmeyer, 1991 (dla gatunku morskiego), Ellis, 1976 (jako gatunek Scolecobasidium).


Diplodia


Diplodia mutila

Zarodniki (konidia) są brązowe, dwukomórkowe, i powstają wewnątrz mniej lub bardziej okrągłych struktur owocnikowych (piknidiów). Produkcja konidialna (prawdopodobnie holoblastyczna) występuje na krótkich komórkach, które wyściełają wewnętrzne ścianki piknidium. Istnieje wiele podobnych rodzajów, które są rozróżniane na podstawie struktury piknidialnej i zarodnikowej. Większość gatunków występuje na żywych lub martwych roślinach.

Klasyfikacja: Botryosphaeriaceae (Botryosphaeriales).
Holomorfy: Botryosphaeria, Cucurbitaria, Eutryblidiella, Massarina, i inne.
Odn: Sutton, 1980; Zambettakis 1954, 1955.


Echinobotryum


brak obrazka

Charakteryzują się małymi skupiskami gruszkowatych, dziobkowatych, szorstkich, brązowych zarodników (konidiów) powstających na krótkich, rozgałęzionych lub prostych konidioforach. Występują zazwyczaj jako "forma dodatkowa" na synnemowych podstawach i otaczają strzępki Cephalotrichum stemonitis. Dość powszechne na łajnie, glebie oraz szczątkach roślinnych.

Klasyfikacja: Microascaceae.
Holomorfy: nieznane.
Odn: Hennebert 1968.


Epicoccum


Epicoccum purpurascens - wierzch/spód

Łatwo rozpoznawalne po niemal kulistych zarodnikach (konidiach), które są kilkukomórkowe i mocno chropowate. Konidia są zazwyczaj wytwarzane w gęstych masach ze skupionych konidioforów (sporodochiów). Identyfikacja może być na początku trudna, ponieważ izolaty często nie wytwarzają konidiów w kulturze. Doświadczeni mikolodzy łatwo je rozpoznają dzięki ich szybko rosnącym, czerwonym, pomarańczowym lub żółtym koloniom. Czasem napotykane są kolonie mocno zarodnikujące lecz są one mniej powszechne niż odmiany lżej zarodnikujące lub niezarodnikujące. Bardzo powszechne na martwych lub butwiejących roślinach; często izolowane z powietrza zarówno zewnętrznego jak i pomieszczeniowego.

Klasyfikacja: Pleosporaceae (Pleosporales).
Holomorfy: nieznane.
Odn: Schol-Schwarz 1959.


Eurotium


Eurotium rubrum

Workowiec charakteryzujący się białawymi do jasno żółtych kulistych owocników (klejstotecjów) zawierających kuliste worki, z których z kolei każdy zawiera osiem bezbarwnych askosporów. Askospory są spłaszczone (jak spłaszczone kule) i mogą mieć ekwatorialne grzbiety, przypominające tym samym krążki. Gatunki Eurotium najlepiej rosną w suchych miejscach i są zazwyczaj hodowane na podłożach bogatych w sacharozę lub glicerynę. Powszechne w domach, na przechowywanych ziarnach, oraz w kryjówkach gryzoni.

Trzy zdjęcia u góry to odmiana Eurotium rubrum rosnąca na starym chlebie pita w domu w New Brunswick. Jasno żółto pomarańczowa kolonia jest typowa dla gatunków Eurotium, gdzie jasno żółte klejstotecja ogromnie przewyższają ilością zielone masy konidiów. Zielona kolonia z lewej to gatunek Penicillium, prawdopodobnie Penicillium chrysogenum. Środkowy panel to powiększenie koloni ukazujące żółte klejstotecja zagnieżdżone wśród czerwonych strzępek charakterystycznych dla Eurotium rubrum. Prawy panel ukazuje grupę zarodników. Ciemniejsze, chropowate zarodniki po prawo i u góry obrazka to konidia anamorfu Aspergillus tego fungusa. Reszta zarodników to askospory, mające kształt malutkich hamburgerów. Tak jak hamburgery, askospory gatunków Eurotium mają raczej tendencję do spoczywania na górze lub na dole niż na boku. Zatem większość askosporów wygląda na okrągłe. Jednakże, dwa z nich leżą na boku a zatem mają eliptyczny kształt hamburgera widzianego przez kogoś zamierzającego się w niego wgryźć. Grupa askosporów, która jest lekko nieostra wciąż jest wewnątrz worków, aczkolwiek ścianki worka nie widać. Wszystkie te cechy można wyraźniej zobaczyć na rysunku po prawej. Zwinięta struktura na rysunku jest zwojem askogonialnym, szerzej omówionym w omówieniu Sordariomycetes.

Klasyfikacja: Trichocomaceae (Eurotiales).
Anamorfy: Aspergillus.
Odn: Blaser 1976; Klich i Pitt, 1985; Raper i Fennell 1965.


Exophiala


Exophiala dermatitidis

Gatunki Exophiala występują zazwyczaj wśród grzybów zwanych "czarnymi drożdżami". Konidia są zazwyczaj tworzone na szczytach krótkich annelid wytwarzanych wzdłuż strzępek wegetatywnych. Annelidy są często trudne do zauważenia i do ustalenia, że faktycznie annelidami. Gatunki Phialophora są podobne lecz wytwarzają swe konidia raczej na fialidach niż annelidach. Gatunki Aureobasidium, kolejny rodzaj czarnych drożdży, wytwarzają konidia holoblastycznie na maleńkich palikowatych przedłużeniach krótkich strzępkowych rozgałęzień lub bezpośrednio wzdłuż samych strzępek.

Niektóre gatunki Exophiala znane są z powodowania podskórnych chorób u ludzi i innych kręgowców. Choć normalnie nie zagrażają życiu, infekcje te muszą być usuwane chirurgicznie albo będą rozwijały się przez lata. Przy obchodzeniu się z tymi grzybami, należy zachować ostrożność by przypadkowo nie zaszczepić ich sobie zakażonymi przyrządami.

Naturalne siedliska gatunków Exophiala są trudne do sprecyzowania. Mogą być wyizolowane z butwiejącego materiału roślinnego, drewna, osadów ściekowych, gleby, wydzielin drzew i z wielu innych źródeł. Pojawiają się czasem w mało prawdopodobnych miejscach, takich jak syropowate roztwory alkoholu poliwinylowego. Często najłatwiej je znaleźć poprzez zlokalizowanie małych perytecjów holomorfów Exophiala.

Klasyfikacja: Herpotrichiellaceae (Eurotiomycetes).
Holomorfy: Capronia.
Odn: Hoog i Hermanides-Nijhoff, 1977; Untereiner, et al., 1995. Wykorzystany tu rysunek pochodzi z pracy doktorskiej Wendy Undereiner.


Fusarium


Fusarium equiseti

Najbardziej charakterystyczne są bezbarwne zarodniki (konidia), które w widoku z boku mają kształt kajaka, mają na niższym końcu wyraźną "komórkę stopę" i podzielone są kilkoma ściankami poprzecznymi. Konidiofory często są zgrupowane formując sporodochia i wytwarzają ze stożkowych fialid duże pastowate masy zarodników. Występować mogą dwie dodatkowe formy zarodników, mikrokonidia (a) przypominające zarodniki i fialidy Acremonium, oraz chlamydospory (b), grubościenne nabrzmiałości wzdłuż włókien. Kultury mogą być jasnokolorowe. Powszechne w glebie i na martwych lub żywych roślinach; często powodują choroby roślin.

Klasyfikacja: Nectriaceae.
Holomorfy: Albonectria, Coralomycetella, Gibberella, Haematonectria, oraz być może inne.
Odn: Booth 1971b, 1977; Burgess, et al., 1988; Gerlach i Nirenberg, 1982; Nelson, et al., 1983.


Geniculifera


brak obrazka

Dwu- do cztero komórkowe bezbarwne zarodniki (konidia) wytwarzane są na "przegubach" mniej lub bardziej zygzakowatych lub kolankowatych konidioforów. Najmłodsze konidium znajduje się na szczycie a nowy wzrost konidioforu zapoczątkowywany jest tuż poniżej niego i spycha go na jedną stronę. Uważany przez niektórych autorów za nie do odróżnienia od Arthrobotrys. Drapieżnik nicieni, które chwyta w lepkie sieci pętli. Występuje w glebach bogatych w materiał organiczny.

Klasyfikacja: patrz Arthrobotrys.
Holomorfy: nieznane.
Odn: Rifai 1975; Rifai i Cooke 1966; Rubner, 1996.


Geomyces


Geomyces destructans

Charakteryzują się krótkimi lecz wyraźnymi konidioforami, które są u góry rozgałęzione i dźwigają łańcuchy zarodników utworzonych bezpośrednio z komórek odgałęzień. Często jedynie wierzchołek odgałęzień przekształca się w zarodniki. Zarodniki (konidia) są jednokomórkowe i mogą być białe lub żółte.

Gatunki Geomyces występują generalnie we względnie chłodnych siedliskach, choć wiele może dobrze rosnąć w temperaturze pokojowej. Niektóre gatunki są psychrofilne, to znaczy, że są przystosowane do zimnych warunków i nie tolerują temperatur powyżej 15 stopni Celsjusza. Psychrofile te często obfitują na glebach na dużych wysokościach lub w zimnych siedliskach, takich jak kopalnie i jaskinie. Geomyces destructans powoduje syndrom białego nosa u nietoperzy, prosperując na hibernujących nietoperzach w jaskiniach, gdzie roczna temperatura pozostaje poniżej 10°C. Zdjęcie z prawej ukazuje zakrzywione konidia, charakterystyczne dla Geomyces destructans. Występuje w glebie, ściółce z liści oraz na materiale zwierzęcym, takim jak łajno i rozkładające się tkanki.

Klasyfikacja: Myxotrichaceae (Myxotrichales).
Holomorfy: Pseudogymnoascus.
Odn: Hayes 2012; Sigler i Charmichael 1976; Van Oorschot 1980.


Geotrichum


Geotrichum candidum

Bardzo prosty rodzaj charakteryzujący się tworzeniem łańcuchów bezbarwnych, śluzowatych zarodników (konidiów) poprzez segmentację włókien wegetatywnych. Niektóre o silnych zapachach. Powszechne w produktach nabiałowych, owocach, strumieniach szlamu, a czasem w glebie. Suh i Blackwell (2006) opisali trzy nowe gatunki z wnętrzności żywych owadów.

Klasyfikacja: Dipodascaceae (Saccharomycetales), jeden z tak zwanych Hemiascomycetes lub drożdży.
Holomorfy: Galactomyces.
Odn: Carmichael 1957; Hoog et al., 1986; Hoog i Smith, 2011; Sigler i Carmichael 1976.


Gliocladium


dawniej Gliocladium roseum

Konidiofory wyprostowane, zakończone gęstym pędzelkowatym systemem rozgałęzień dźwigającym zwężone fialidy. Zarodniki (konidia) bezbarwne, lub zielone i wytwarzane w gęstych, mokrych masach z fialid. Struktury dźwigające zarodniki są dość duże i złożone, jak na ilustracji Gliocladium penicillioides z prawej. Gatunki Gliocladium są podobne do gatunków Penicillium lecz z konidiami zbierającymi się raczej w mokre niż w suche masy.

Przez wiele lat Clonostachys rosea (dwie fotografie z prawej) był utrzymywany w Gliocladium jako Gliocladium rosum lecz obecnie wiadomo, że jest członkiem Hypocreaceae jako anamorf Bionectria oraz gatunków Roumegueriella.

Gatunki Gliocladium występują w glebie lub w butwiejącym materiale roślinnym gdzie są często odnotowywane jako pasożyty innych grzybów. Niektóre mogą stać się szkodnikami w kulturach na szalkach Petriego, pustosząc kolonie innych grzybów.

Klasyfikacja: Hypocreaceae.
Holomorfy: Sphaerostilbella, Hypocrea oraz inne Hypocreales.
Odn: Domsch, Gams i Anderson, 1980; Morquer et al., 1963; Raper i Thom, 1949.


Gonatobotrys


brak obrazka

Składają się z wyprostowanego konidioforu z kilkoma zaokrąglonymi zgrubieniami na długości. Bezbarwne jednokomórkowe zarodniki (konidia) są tworzone w winogronowatych gronach wokół każdego zgrubienia. Podobne do Arthrobotrys, lecz zarodniki nigdy nie mają więcej niż jedną komórkę. Pasożytują na innych grzybach przy pomocy małych przyssawkowych struktur zwanych komórkami kontaktowymi. Powszechne na martwych lub zamierających częściach roślinnych, zwłaszcza tych, które jeszcze nie opadły na ziemię.

Klasyfikacja: Ceratostomataceae (Hypocreales).
Holomorfy: być może Melanospora.
Odn: Matsushima 1975; Sutton 1973.


Graphium


Graphium ulmi

Owocnikująca struktura, synnema, składa się ze zrośniętych ciemnych konidioforów zakończonych kropelką płynu zawierającego konidia. Bezbarwne jednokomórkowe zarodniki wytwarzane są nieustannie z annelid, fialid lub sympodialnie występujących miejsc holoblastycznych, i zbierają się w dużej kropli płynu. Synnema może być dość gruba, aż do 5 mm wysokości.

Dwa panele na zdjęciu najbardziej z lewej zostały pobrane z kultury wyizolowanej z jadalnych nasion rzepaku. Jest to typowy anamorf Graphium gatunków Kernia, Microascus, Petriella oraz Pseudallescheria, wszystkich członków workowej rodziny Microascaceae. Na fotografii z lewej widać kilka struktur niesynnemowych (mononematowych) (ang. mononematous); ściśle mówiąc, powinny one być nazywane Scedosporium ponieważ nie są synnemowe. Jednakże, wiele odmian jest bardzo synnemowa przy pierwszym wyizolowaniu lecz po kilku transferach staje się mononematowa. Niektóre gatunki Scedosporium powodują chorobę u ludzi i powinny być traktowane z dużą ostrożnością. Drugie zdjęcie to anamorf Graphium gatunku Kernia pachypleura. Gatunek ten wytwarza wyraźną, lecz o wiele mniejszą synnemę o bardziej zwartych annelidach. Zdjęcie z prawej to makrofotografia synnemy rosnącej na powierzchni agaru.

Występują na drewnie, łajnie, nasionach, oraz szczątkach roślinnych.

Klasyfikacja: Microascaceae.
Holomorfy: Kernia, Microascus, Petriella, oraz Pseudallescheria.
Odn: Ellis 1971; Seifert i Okada, 1993.


Gymnoascus


Arthroderma gypseum (syn. Gymnoascus gypseus)

Workowiec charakteryzujący się luźnymi, jasnokolorowymi, jeżynowatymi strukturami owocnikującymi (gymnotecjum) zawierającymi kuliste worki, które z kolei otaczają osiem zarodników (askosporów). Askospory są bezbarwne do żółtych, gładkie, i spłaszczone (spłaszczona sfera). Gymnotecjum zazwyczaj opatrzone jest swego rodzaju haczykowatymi lub zakrzywionymi kolcami.

Kilka innych rodzajów workowców, którymi zajął się i które omówił Currah (1985, 1988), jest podobnych do Gymnoascus. Gatunki Gymnoascus różnią się od nich wszystkich posiadaniem kombinacji spłaszczonych, gładkich askosporów i gymnotecjum zbudowanego z wyraźnych strzępek tworzących kompletną sieć wokół masy askosporów.

Występują w glebie, łajnie, lub w innych siedliskach gdzie rozkładają się włosy lub pióra.

Klasyfikacja: Gymnoascaceae (Onygenales).
Anamorfy: brak.
Odn: Currah, 1985, 1988; Orr, Kuehn, oraz Plunkett 1963.


Leptographium


Leptographium procerum (syn. Gymnoascus gypseus)

Konidiofory bardzo ciemne i grube, posiadające szczotkowatą rozgałęzioną strukturę wierzchołkową, która jest zakończona zwężającymi się annelidami. Bezbarwne jednokomórkowe zarodniki (konidia) wytwarzane są nieustannie ze szczytów annelid i zbierają się w dużą kroplę płynu. Gatunki Phialocephala są spokrewnione lecz różnią się posiadaniem fialid. Gatunki Thysanophora są podobne lecz posiadają konidiofory z krótkimi nabrzmiałymi odgałęzieniami dźwigającymi fialidy w sposób bardzo przypominający gatunki Penicillium. Na drewnie i igłach iglaków.

Klasyfikacja: Ophiostomataceae (Ohiostomatales, Sordariomycetidae).
Holomorfy: Grossmannia, Ophiostoma.
Odn: Ellis 1971.


Microsphaeropsis


brak obrazka

Ciemne zarodniki (konidia) rodzą się wewnątrz komórkowych, bardziej lub mniej okrągłych struktur owocnikujących (piknidiów) i wytwarzane są na małych kolbowatych lub palikowatych komórkach (annelidach). Zazwyczaj zarodniki wyciskane są przez otwór w szczycie piknidium i zbierają się w kropelkę płynu. Gatunek występuje na żywych lub martwych roślinach.

Klasyfikacja: Pleosporales.
Holomorfy: Cucurbitaria, Didymosphaeria, Leptosphaeria, Pleospora, oraz rodzaje powiązane.
Odn: Bestagno et al., 1958; Sutton, 1980.


Monacrosporium


brak obrazka

Konidiofory bezbarwne, wyprostowane, dźwigające na końcu pojedynczy zarodnik (konidium). Konidia posiadają od 2 do kilku komórek, są bezbarwne, i mają jedną komórkę większą od pozostałych. Z powodu tej dużej komórki, konidia są silnie wrzecionowate. Rubner (1996) rozpoznał 39 gatunków. Drapieżnikują na nicieniach, które chwytają przy pomocy lepkich główek (a), pierścieni (b), lub kleistych sieci (c). Blisko spokrewnione, lub być może synonimiczne z Arthrobotrys. Występują na glebie, łajnie, i butwiejącym materiale roślinnym.

Klasyfikacja: patrz Arthrobotrys.
Holomorfy: nieznane.
Odn: Cooke 1967; Cooke i Dickenson 1965; Cooke i Godfrey 1964; Rubner, 1996.


Mortierella


Mortierella wolfii

Kolonie Mortierella są względnie szybkorosnące i często rozpościerają się w nakładających się "falach" lub płatach. Niektóre posiadają specyficzny zapach przypominający czosnek. Wiele gatunków wytwarza białą, oleistą substancję w dużych kroplach wśród napowietrznych strzępek. W starszej literaturze, do Mortierella dołączona jest pewna grupa gatunków, charakteryzujących się aksamitnymi, bezwonnymi koloniami, lecz obecnie została oddzielona do odrębnego i niepowiązanego rodzaju Micromucor. Zarodniki (sporangiospory) gatunków Mortierella są wytwarzane wewnątrz sferycznych sporangiów na szczytach sporangioforów i są bezbarwne do brązowawych. Kolumelli zazwyczaj brak lub jest bardzo słabo rozwinięta (porównaj tę cechę z Mucor).

Fotografia z lewej ilustruje gatunek Mortierella, być może Mortierella verticillata, wyizolowany przez technika muzealnego Karen Vanderwolf z powierzchni hibernującego nietoperza z jaskini New Brunswick. Panel z lewej ukazuje sporangiofor z pojedynczym zarodnikiem na szczycie. W rzeczywistości, ścianka sporangialna już pękła i zarodnik jest jednym z trzech lub czterech, które były tam pierwotnie. Panel środkowy przedstawia kilka sporangiosporów z pękniętego sporangium. Typowy dla zarodników Mortierella jest nieregularny rozmiar i kształt. Panel z prawej ilustruje dwie pary gametangiów w czasie godów. Zawartość jednego przejdzie do drugiego, gdzie jądra tych dwóch się złączą, wytwarzając tymczasowo jądra diploidalne (zygoty). Gametangium zawierające jądra diploidalne rozwinie się w zygosporangium.

Gatunki Mortierella często nie rozmnażają się w normalnych warunkach laboratoryjnych. Dobrą sporulację otrzymaliśmy hodując kolonie na wodnym agarze (podłoże agarowe nie zawierające substancji odżywczych) i inkubując w 5-10°C. Rozwój jest powolny ale sporangia są często obfite. Najwidoczniej chłód i głodowanie wyzwalają reprodukcję.

Niektóre gatunki, takie jak Mortierella polycephala, wytwarzają kuliste "chlamydospory". Zarodniki te mogą być duże u niektórych gatunków i mogą być różnorodnie chropowate. W kulturze, chlamydospory mogą być wyraźniejsze niż sporangia; w rzeczywistości sporangia mogą być na początku nieobecne. Podobne zarodniki wytwarzane są przez Histoplasma capsulatum, powodujące szereg chorób u ludzi, oraz przez gatunki Sepedonium.

Powszechne w glebie i w łajnie.
Odn: Gams 1969, 1977; Zycha i Siepmann 1970.

Klasyfikacja: Mortierellaceae (Mucorales, Zygomycota).


Mucor


Mucor circinelloides

Kolonie szybko rosnące, białawe do szarawych, zazwyczaj grube z uwagi na obfite wyprostowane sporangiofory. Zarodniki (sporangiospory) wytwarzane wewnątrz kulistych sporangiów na szczytach sporangioforów, brązowawe. Zawsze z dużą kolumellą, która pozostaje po pęknięciu ścianki sporangialnej (a). Wytwarzane mogą być duże, ciemne zygospory. Powszechne prawie wszędzie, gdzie występują grzyby.

Klasyfikacja: Mucoraceae (Mucorales, Zygomycota).
Odn: Schipper 1978.


Myrothecium


Myrothecium roridum

Konidiofory są ze sobą połączone tworząc struktury owocnikujące (sporodochia), które zazwyczaj są płaskie, lecz mogą być na trzonie. Zarodniki (konidia) tworzone są ze szczytów długich fialid, które z kolei tworzone są na gęsto rozgałęzionych i pędzlowatych konidioforach. Masa ciemnozielonych konidiów zbiera się w dużych zielonych do czarniawych mokrych kroplach. W glebie i butwiejących szczątkach roślinnych.

Klasyfikacja: Hypocreales (Hypocreomycetidae), lecz jej ulokowanie w tej rodzinie jest wciąż niejasne.
Holomorfy: nieznane.
Odn: Domsch et al., 1980; Tulloch 1972.


Nigrospora


Nigrospora

Białe wełniste kolonie, dość szybko rosnące. Zarodniki (konidia) wytwarzane pojedynczo na nabrzmiałych konidioforach w kształcie urny, jajka aż do spłaszczonej sfery, czarne, i często mają równikową bezbarwną linię lub szczelinę rostkową. Występują jako pasożyty na żywych trawach lecz obecne są także na martwych; łatwo izolowane z martwej trawy z trawników na jesieni.

Klasyfikacja: Trichosphaeriales (Sordariomycetidae).
Holomorfy: Khushkia.
Odn: Ellis 1971.


Oedocephalum


brak obrazka

Charakteryzuje się wyprostowanymi, bezbarwnymi konidioforami ze zgrubiałą końcówką lub pęcherzykiem. Zarodniki (konidia) są bezbarwne, jednokomórkowe, i tworzone są w pojedynczej warstwie na powierzchni pęcherzyka. Izolowane z łajna, drewna, gleby, oraz butwiejącej materii roślinnej.

Klasyfikacja: Pezizaceae.
Holomorfy: Iodophanus, Peziza.
Odn: Stalpers 1974.


Oidiodendron


brak obrazka

Ciemne konidiofory są wyprostowane, zazwyczaj wysokie, i zakończone raczej nieregularnym układem drzewiastych rozgałęzień. Brązowe do bezbarwnych zarodników (konidiów) wytwarzane są poprzez fragmentację rozgałęzień konidioforu. Występuje na glebie i szczątkach organicznych.

Klasyfikacja: Myxotrichaceae (Myxotrichales).
Holomorfy: Byssoascus, Myxotrichum.Odn: Barron 1962; Morrall 1968; Rice i Currah, 2005; Tokumasu 1973.


Paecilomyces


Paecilomyces lilacinus

Kolonie z bardziej lub mniej wykształconymi, bezbarwnymi, prostymi lub rozgałęzionymi konidioforami, dźwigającymi dwa do kilku fialid. Fialidy są charakterystycznie nabrzmiałe u podstawy i stopniowo zwężają się w długi dziobek. Zarodniki (konidia) wytwarzane są w łańcuchach ze szczytów fialid, są bezbarwne lub jasno zabarwione, i zazwyczaj raczej wąskie. Podobne do Penicillium, lecz łańcuchy zarodników są zwykle znacznie rozbieżne u Paecilomyces i bardziej równoległe u Penicillium.

Klasyfikacja: Thermoascaceae (Eurotiales).
Holomorfy: Byssochlamys, Talaromyces, Thermoascus.
Odn: Bissett 1979; Samson 1974.


Penicillium


Penicillium na picie.

Penicillium na chlebie.

Penicillium na pomarańczy.

Penicillium glabrum

Penicillium

Penicillium atramentosum


Penicillium chrysogenum

Gatunki Penicillium rozpoznawane są po swych gęstych pędzlowatych strukturach zarodnikonośnych. Konidiofory są proste lub rozgałęzione i zakończone skupiskami kolbowatych fialid. Zarodniki (konidia) wytwarzane są w suchych łańcuchach ze szczytów fialid, z najmłodszym zarodnikiem u podstawy łańcucha, i są prawie zawsze zielone. Rozgałęzianie jest ważną cechą przy identyfikacji gatunków Penicillium. Niektóre, takie jak Penicillium glabrum (z lewej), są nierozgałęzione i skupisko fialid mają po prostu na szczycie trzonu. Inne (zdjęcie środkowe) mogą mieć skupisko rozgałęzień, każde dźwigające skupisko fialid. Penicillum atramentosum, z prawej, reprezentuje trzeci typ posiadający rozgałęzienia, które dźwigają drugi rząd rozgałęzień, dźwigających z kolei skupisko fialid. Te trzy typy układów zarodnikonośnych (penicilliów) nazywane są odpowiednio, jednookółkowe (monoverticillate), dwuokółkowe (biverticillate) oraz trójokółkowe (terverticillate). Penicillium jest dużym i trudnym rodzajem napotykanym prawie wszędzie, i zazwyczaj najobfitszym rodzajem grzybów w glebach.

Szczególny problem stanowi powszechne występowanie gatunków Penicillium w pokarmie. Niektóre gatunki wytwarzają toksyny i mogą sprawiać, że żywność nie nadaje się do spożycia a nawet jest niebezpieczna. Dobrą praktyką jest wyrzucanie żywności wykazującej rozwój jakiejkolwiek pleśni. Z drugiej strony niektóre gatunki Penicillium są korzystne dla ludzi. Sery, takie jak Roquefort, Brie, Camembert, Stilton, etc. dojrzewają z gatunkami Penicillium i są całkiem bezpieczne do jedzenia. Lek penicylina jest wytwarzany przez Penicillium chrysogenum, pleśń występującą powszechnie w większości domów.

Klasyfikacja: Aspergillaceae (Eurotiales).
Holomorfy: Eupenicillium, Hamigera, Talaromyces, Trichocoma.
Odn: Kulik 1968; Pitt, 1980, 1985; Raper i Thom 1949; Ramirez, 1982; Samson i Frisvad, 2004; Samson i Houbraken, 2011; Samson, Stolk, i Hadlok 1976; Stolk i Samson, 1972, 1983.


Pestalotiopsis


Pestalotiopsis microspora

Konidiofory (annelidy) wytwarzane w zwartych owocnikujących strukturach (acerwulusach lub piknidiach). Zarodniki (konidia) 4- do 5-komórkowych, z dwiema lub trzema, ciemnobrązowymi, centralnymi komórkami, i z dwoma, lub więcej, wyrostkami wierzchołkowymi lub włoskami; zbierające się w mokrych masach na zewnątrz acerwulusu.

Pestalotiopsis jest tylko jednym ze złożonej grupy grzybów. Na przykład zdjęcie z prawej to Seiridium abietinum, gatunek występujący na martwych gałęziach jodły balsamicznej w Kanadzie Atlantyckiej. Różni się od gatunków Pestalotiopsis posiadaniem konidiów z raczej pojedynczym wyrostkiem wierzchołkowym niż z kilkoma. Poniższy klucz może być nieco pomocny przy rozróżnianiu tego trudnego rodzaju. Jednakże, każdy poważnie zainteresowany identyfikowaniem przedstawicieli tej grupy powinien poradzić się monumentalnego dzieła o coelomycetes z konidiami z wyrostkiem według T. R. Nag Raj'a (Nag Raj, 1993).

Uproszczony klucz do Pestalotiopsis i rodzajów powiązanych

1. Konidia z pojedynczym wierzchołkowym rozgałęzionym lub nierozgałęzionym wyrostkiem 2.

1. Konidia z wyrostkami wyrastającymi z więcej niż z jednego punktu na komórce szczytowej 10.

2. (1) Zawsze brak wyrostków u podstawy 3.

2. Wyrostki u podstawy obecne u niektórych zarodników 6.

3. (2) Wyrostek wierzchołkowy poprzecznie rozgałęziony, grzebieniowy -» Labridella.

3. Wyrostek wierzchołkowy nierozgałęziony lub z rozgałęzieniami regularnie wytwarzanymi z więcej niż jednej strony 4.

4. (3) Komórka wierzchołkowa z pojedynczym nierozgałęzionym wyrostkiem wytwarzanym prawie pod kątem prostym do osi zarodnika -» Bleptosporium.

4. Komórka wierzchołkowa z wyrostkiem(kami) rozgałęzionymi lub pojawiającymi się w kilku punktach 5.

5. (4) Rozgałęzienia komórki szczytowej wyrastające z jednego punktu lub prawie -» Hyalotiella.

5. Rozgałęzienia wyrostka wierzchołkowego wyrastające z kilku punktów -» Truncatella.

6. (2) Konidia bez wyrostków powszechnie występują wśród tych z wyrostkami -» Seimatosporium.

6. Konidia niezmiennie z wyrostkami 7.

7. (6) Wyrostek podstawny wychodzący z septy podstawnej konidium, często widoczny wewnątrz komórki konidiogennej nim pęknie konidium 8.

7. Wyrostek podstawny wychodzący z bocznej ścianki komórki podstawnej, zazwyczaj widoczny wraz z konidiogenną komórką nim pęknie konidium 9.

8. (7) Konidia z czterema lub pięcioma komórkami, euseptowatymi (ang. - euseptate), z normalnie zgrubiałą lub względnie cienką septą -» Monochaetia.

8. Konidia z sześcioma komórkami, dystoseptowatymi, (ang. disto-septate), z wewnętrznymi ściankami znacznie zgrubiałymi i często z wyraźnymi porami septalnymi -» Seiridium.

9. (8) Wyrostek szczytowy boczny, rozgałęziony -» Doliomyces.

9. Wyrostek szczytowy nierozgałęziony -» Sarcostroma.

10. (1) Konidia dystoseptowate, z wewnętrznymi ściankami znacznie zgrubiałymi i często z wyraźnymi porami septalnymi -» Pestalotia.

10. Konidia euseptowate, z normalnie zgrubiałą lub cienką septą 11.

11. (10) Środkowe (kolorowe) komórki konidium cienkie, gładkościenne i blade, sporadycznie niemal bezbarwne; wyrostki szczytowe składają się z jednego ukośnie wygiętego wyrostka końcowego nadającego zarodnikowi kolibrowaty wygląd oraz z jednego lub więcej bocznych wyrostków powstających na wypukłej stronie komórki szczytowej -» Zetiasplozna.

11. Komórki środkowe konidiów grubościenne, ciemne i czasem chropowate; wyrostki szczytowe o mniej regularnym układzie -» Pestalotiopsis.

Pasożytniczy lub endofityczny na żywych liściach i gałązkach, lecz często izolowany z martwej materii roślinnej a nawet z gleby.

Klasyfikacja: gatunki Pestalotiopsis, i te z rodzaju pokrewnego, są anamorfami i przedstawicielami rodziny workowców Amphisphaeriaceae (Sordariomycetidae). Przedstawiciele Amphisphaeriaceae i ich anamorfy obejmują Amphisphaeria (Bleptosporium), Blogiascospora (Seiridium), Broomella (Pestalotia i Truncatella), Discostroma (Seimatosporium), Ellurema (Hyalotiopsis), Griphosphaerioma (Labridella), Lepteutypa (Seiridium), Neobroomella (Pestalotia), oraz Pestalosphaeria (Pestalotiopsis). Doliomyces, Monochaetia, Sarcostroma oraz Zetiasplozna nie zostały jeszcze powiązane z holomorfem.
Odn: Guba 1961, Kang, et al 1999, Nag Raj, 1993.


Phialophora


Phialophora verrucosa

Charakteryzujące się brązowymi do czarnych kolonii dźwigających fialidy bezpośrednio na wegetatywnych strzępkach lub na krótkich odgałęzieniach. Fialidy są ciemne, kolbowate, i mają kołnierzowaty lub kloszowaty wierzchołek. Bezbarwne do brązowych, jednokomórkowe zarodniki (konidia) wytwarzane są kolejno z wierzchołka fialid. Niektóre gatunki mogą wytwarzać ciemnobrązowe holoblastyczne konidia wzdłuż strzępki wegetatywnej lub na szczytach krótkich odgałęzień. Gatunki Exophiala są podobne i są oddzielane od gatunków Phialophora głównie na podstawie wytwarzania raczej annelid niż fialid. W niektórych przypadkach różnice między nimi są subtelne. Istnieje wiele innych grzybów nie powiązanych blisko z Phialophora tak samo zdefiniowanych. Seifert et al. dostarcza klucza napisanego przez znakomitego duńskiego mikologa dr Waltera Gamsa dla 36 rodzajów, które mogą być pomylone z Phialophora.

Gatunki Phialophora zostały wyizolowane z gleby, wody, łajna, szczątków roślinnych i drzewnych.

Klasyfikacja: Herpotrichiellaceae (Eurotiomycetes).
Holomorfy: Capronia.
Odn: Cole i Kendrick 1973; Ellis 1971, 1976; Schol-Schwarz 1970; Wang, 1990.


Phoma


Phoma glomerata

Rozpoznawany po swych komórkowych i bardziej lub mniej okrągłych strukturach owocnikowych (piknidiach) zawierających masy jednokomórkowych bezbarwnych do żółtawych lub różowych zarodników (konidiów). Konidia powstają z niepokaźnych kołkowatych fialid wyściełających wewnętrzną ściankę piknidium. Gatunki Phoma posiadające kolce lub szczecinę na swych piknidiach są czasem mylone z Pyrenochaeta. Jednakże, te dwa rodzaje mogą zostać rozróżnione na podstawie ich struktur konidionośnych: konidia gatunków Phoma wytwarzane są z pojedynczych fialid podczas gdy Pyrenochaeta powstają z fialid występujących wzdłuż boków wydłużonych konidioforów.

Phoma jest taksonomicznie trudnym rodzajem i wciąż jest badany. Identyfikacja gatunku jest często trudna. Większość naszej obecnej wiedzy pochodzi z pracy dr G. H. Boerema i jego kolegów z Holandii. Boerema (w Aa, et al., 1990) podzielił Phoma na pięć części, rozszerzonych w 2004 (Boerema et al., 2004) do dziewięciu, w obszernym podręczniku do identyfikacji.

Aveskamp et al., (2010) przebadał genetyczne związki grzybów kwalifikowanych do Phoma i stwierdził, tak jak podejrzewał Boerema, że rodzaj ten jest wysoce polifiletyczny; to znaczy, że jego gatunki należą do wielu odrębnych rodzin w obrębie Pleosporales, wliczając Cucurbitaceae, Didymellaceae, Leptosphaeriaceae, Phaeosphaeriaceae, Pleosporaceae, oraz Sporormiaceae. Choć autorzy ci zgadzają się, że klasyfikacja Boerema jest pomocna przy praktycznej identyfikacji, sekcje nie odzwierciedlają faktycznie powiązań naturalnych.

Gatunki Phoma są często napotykane w środowiskach pomieszczeniowych. W rzeczywistości, w obszernym badaniu kurzu w 369 domach w zachodnim Ontario, dr James Scott znalazł gatunek Phoma herbarum występujący w niemal 30% domów i będący ogólnie czternastą najpowszechniejszą pleśnią (Scott, 2001). Badanie to jest dostępne online na stronie dra Scott'a, Sporometrics. Phoma herbarum jest typowym gatunkiem z rodzaju Phoma, co znaczy, że jest to gatunek, na którym oparty jest ten rodzaj. Dlatego jest to bezspornie "dobry" gatunek Phoma. Oprócz występowania w środowiskach pomieszczeniowych gatunki Phoma są powszechne w glebach, łajnie, oraz zarówno na żywych jak i martwych roślinach.

Klasyfikacja: W prawdziwym znaczeniu genetycznym, na podstawie jego typowego gatunku Phoma herbarum, Phoma należy do Didymellaceae (Pleosporales). W szerszym i mniej ewolucyjnym znaczeniu może być umieszczony we wszystkich rodzinach wymienionych powyżej.
Holomorfy: wiele rodzajów workowców, na przykład, Didymella oraz Leptosphaeria.
Odn: Aa et al, 1990; Aveskamp et al., 2010; Boerema, 1993; Boerema et al., 1994; Boerema et al., 2004; Boerema i Dorenbosch 1973; Dorenbosch 1970; Gruyter i Noordeloos, 1992.


Pithomyces


Pithomyces

Zarodniki (konidia) wytwarzane na szczycie krótkich bocznych odgałęzień włókien wegetatywnych, ciemno brązowe, 2- do kilkukomórkowych. Gdy zarodniki zostają uwolnione zachowują niewielką część komórki, która je wytworzyła. Zarodniki Pithomyces chartarum, najpowszechniej izolowanego gatunku, mają zarówno wzdłużne jak i poprzeczne ścianki. Rosną na butwiejących roślinach, zwłaszcza trawach.

Klasyfikacja: Pleosporaceae (Pleosporales).
Holomorfy: Leptosphaerulina.
Odn: Ellis 1971, 1976.


Pyrenochaeta


Pyrenochaeta unguis-hominis


Pyrenochaeta lycopersici

Struktury owocnikujące (piknidia) bardziej lub mniej okrągłe i ozdobione, przynajmniej w górnej części, sztywnymi kolcami. Bezbarwne do żółtawych jednokomórkowe zarodniki (konidia) powstają z fialid wytwarzanych wzdłuż wydłużonych konidioforów wyściełających wewnętrzne ścianki piknidium. Niektóre gatunki Phoma także mają kolce piknidiowe, lecz różnią się posiadaniem prostych fialid tworzonych bezpośrednio ze ścianek piknidium. Izolowane z gleby i szczątków roślinnych.

Klasyfikacja: Cucurbitariaceae (Pleosporales) według Gruyter et al., (2010).
Holomorfy: Cucurbitaria, Herpotrichia.
Odn: Dorenbosch 1970; Gruyter et al. 2010; Schneider 1979.


Rhizopus


Rhizopus microsporus var. rhizopodiformis


Rhizopus oryzae

Kolonie bardzo szybko rosnące i szorstkie. Charakteryzują się ciemnymi sporangiami zawierającymi ciemne do bladych zarodniki i duże kolumelle. Przy podstawie sporangioforów są korzeniaste ryzoidy. Często rozprzestrzeniają się przy pomocy napowietrznych, pełzających rozłóg. Gatunki Rhizopus są często zarazą w laboratorium. Z powodu ich szybkiego wzrostu i suchych zarodników łatwo roznoszonych w powietrzu, mogą przejąć wszystkie kultury w laboratorium w kilka dni. Jeden z gatunków potrafi przekształcić ziarno soi w produkty jadalne i często stosowany jest w niektórych krajach azjatyckich. Powszechny na gnijących owocach, glebie i w kurzu domowym.

Klasyfikacja: Mucoraceae (Mucorales, Zygomycota).
Odn: Schipper, 1984; Schipper i Stalpers, 1984.


Scedosporium


Scedosporium prolificans

Komórki zarodnikonośne mogą być pojedyncze lub połączone w bardziej złożone pędzelkowate struktury. Konidia powstają na szczytach komórek o nieregularnie wydłużonych szyjkach i szeroko oddzielonych annelacjach. Konidia są generalnie spłaszczone w miejscu przyłączenia i występują w mokrych masach. Struktury zarodnikonośne są czasem połączone w złożoną synnemę wskazującą na rodzaj Graphium.

Gatunki Scedosporium mogą powodować różne choroby u ludzi. Przeważnie wpływają na ludzi z zagrożonym układem odpornościowym, lecz zdrowe osoby mogą również się zarazić. Kultury gatunków Scedosporium powinny być traktowane z ostrożnością.

Gatunek występuje w glebie, w butwiejącej materii roślinnej lub w łajnie. Mogą stać się nadzwyczaj obfite w niektórych sytuacjach, takich jak na stertach obornika pastwiskowego.

Klasyfikacja: Microascaceae.
Holomorfy: Petriella i Pseudallescheria.


Scopulariopsis


Scopulariopsis brevicaulis

Konidiofory ciemne, zazwyczaj bardzo rozgałęzione i zakończone pędzelkowatym kompleksem posiadającym kolbowate annelidy. Bezbarwne 1- lub 2-komórkowe zarodniki (konidia) powstają w łańcuchach ze szczytów annelid i zazwyczaj posiadają spłaszczoną podstawę gdzie były pierwotnie przyczepione. Występują w glebie, łajnie, butwiejących szczątkach roślinnych, oraz w kurzu domowym.

Klasyfikacja: Microascaceae.
Holomorfy: Kernia, Microascus, Petriella.
Odn: Domsch et al., 1980; Morton i Smith, 1963.


Sepedonium


Sepedonium

Najłatwiej rozpoznawana po zarodnikach, które są bezbarwne do żółtych, kolczaste, okrągłe, jednokomórkowe, i wytwarzane pojedynczo na końcach krótkich włókien. Czasem wystąpić mogą również fialidy w rodzaju Acremonium lub Gabarnaudia. Kilka gatunków Mortierella, jak również ludzki patogen Histoplasma capsulatum, wytwarzają zarodniki przypominające te z Sepedonium. Izolowane z gleby, ale najczęściej pasożytujące na Boletes.

Klasyfikacja: Hypocreaceae.
Holomorfy: Hypomyces (Apiocrea).
Odn: Gilman 1957.


Sporothrix


Sporothrix schenckii

Jednokomórkowe, bezbarwne zarodniki (konidia) wytwarzane są na krótkich zaokrąglonych lub ząbkowanych rozgałęzieniach włókien wegetatywnych. Sporadycznie mogą wykształcić się wyraźniejsze konidiofory.

Według de Hoog (1993), gatunki Sporothrix zostały sprawozdane jako anamorfy zarówno workowców jak i podstawczaków. Jednakże, uważa on, że nazwa powinna być ograniczona do tych o workowcowatych pokrewieństwach, a podstawczakowe odnosi do rodzaju Cerinosterus. Niestety, odróżnienie Sporothrix od Cerinosterus wymaga z pewnością mikroskopu elektronowego lub zaawansowanych technik biochemicznych.

Izolowane z gleby, butwiejących materiałów roślinnych, innych grzybów, owadów, i z powietrza. Czasem powodują choroby u ludzi.

Klasyfikacja: Ophiostomataceae (Sordariomycetidae) w ścisłym znaczeniu, lecz stwierdzane także w innych rodzinach workowców.
Holomorfy: Cephaloascus, Ophiostoma, Valsonectria, i inne.
Odn: de Hoog 1974, 1993.


Stachybotrys


Stachybotrys

Charakteryzują się skupiskami bezbarwnych do brązowych nabrzmiałych fialid na szczytach bezbarwnych do brązowych, czasem rozgałęzionych, konidioforów. Ciemnobrązowe, jednokomórkowe zarodniki (konidia) wytwarzane są stopniowo ze szczytów fialid i zbierają się w mokre masy. Gatunki z zarodnikami w łańcuchach odnoszą się do Memnoniella. Silny dekomposter celulozy a zatem związany zazwyczaj z butwiejącymi materiałami roślinnymi.

Gatunki Stachybotrys zyskały znaczny rozgłos w ostatnich latach w wyniku wytwarzania przez nie silnych toksyn w środowiskach pomieszczeniowych. Zostały one powiązane z pewnymi przypadkami zgonów niemowląt w zapleśniałych budynkach. Rzadko patogenne dla człowieka.

Klasyfikacja: Chaetosphaeriaceae (Hypocreomycetidae).
Holomorfy: Melanopsamma.
Odn: Ellis, 1971; Jong i Davis 1976.


Stemphylium


Stemphylium botryosum

Ciemne konidiofory wytwarzają pojedynczy, wierzchołkowy zarodnik (konidium) poprzez porę, a następnie kontynuują wzrost poprzez porę, tym samym strącając zarodnik. Kolejne okresy wytwarzania zarodnika i odrastania nadają konidioforom węzłowaty wygląd. Zarodniki są ciemnobrązowe i podzielone kilkoma podłużnymi i poprzecznymi ściankami. Występują na butwiejących i żywych roślinach oraz w glebie.

Klasyfikacja: Pleosporaceae (Pleosporales).
Holomorfy: Pleospora.
Odn: Ellis 1971.


Streptomyces


Streptomyces coelicolor

Gatunki Streptomyces są nitkowatymi gram-pozytywnymi bakteriami (aktynobakteriami), nie grzybami, i dlatego są tu nie na miejscu. Jednakże, występują na tych siedliskach, co grzyby i są powierzchownie podobne. Włókna i zarodniki są bardzo małe (o średnicy zazwyczaj 1 µm lub mniejszej). Zarodniki tworzone są poprzez fragmentację włókien i powstają w prostych, falistych, lub spiralnych łańcuchach. Kolonie są wolnorosnące i często mają zapach podobny do gleby. Powszechne w glebie, szczątkach roślinnych, łajnie, kurzu domowym, oraz na wielu innych siedliskach.

Klasyfikacja: Streptomycetaceae.
Odn: Buchanan i Gibbons 1974; Holt, 1994; Waksman 1961.


Talaromyces


Talaromyces wortomannii

Workowiec charakteryzujący się strzępkowymi owocnikami (gymnotecja) zawierającymi sferyczne worki, z których z kolei każdy zawiera 8 askosporów. Askospory są bezbarwne do żółtych, sferyczne do dyskokształtnych, i jednokomórkowe. Cały fungus jest albo bezbarwny albo jasnokolorowy. Anamorfy są zdecydowanie jak te od Penicillium i często trudno je od nich odróżnić. Ich najbardziej charakterystycznymi cechami są bardzo symetryczne struktury zarodnikonośne (penicylia [penicilli]) i wydłużone i raczej lancowate fialidy. Konidia są często ostro wrzecionowate. W glebie, łajnie, lub butwiejącym materiale roślinnym. Gatunki mogą być dość agresywne w kulturze z innymi grzybami, często zupełnie pustosząc inne kolonie, co wskazuje, że może być to związane z pewnym poziomem pasożytnictwa.

Klasyfikacja: Trichocomaceae (Eurotiales).
Anamorfy: Podobne do Penicillium.
Odn: Pitt, 1980, 1985; Samson i Houbraken, 2011; Stolk i Samson, 1972.


Trichocladium


Trichocladium

Zarodniki (konidia) ciemno brązowe dwu- do kilkukomórkowych, wytwarzane poprzez nabrzmienie a następnie odgraniczenie końcowej części krótkich odgałęzień strzępek wegetatywnych. Najpowszechniejszy gatunek Trichocladium asperum, posiada dwukomórkowe, chropowate zarodniki. W glebie i na szczątkach roślinnych, wliczając drewno.

Klasyfikacja: Chaetomiaceae (Sordariomycetidae).
Holomorfy: Chaetomium.
Odn: Ellis 1971.


Trichoderma


Trichoderma viride

Rozpoznawane zazwyczaj po szybkorosnących koloniach wytwarzających białe, zielone lub żółte poduszki zarodnikujących włókien. Płodne włókna lub konidiofory wytwarzają boczne odgałęzienia dźwigające spirale krótkich fialid. Jednokomórkowe zarodniki (konidia) wytwarzane są sukcesywnie z wierzchołków fialid i zbierają się w małych mokrych masach. Fotografia z lewej i rysunek ukazują gatunek Trichoderma widziany przez mikroskop, lecz gatunki Trichoderma są także bardzo wyraźne w terenie, zwłaszcza pod martwą korą drzew. Zdjęcie z prawej ukazuje gatunek Trichoderma wytwarzający swe zielone konidia wśród prawie dojrzałych poduszkowatych stromat ich teleomorfów.

Gatunki Trichoderma są bardzo wrogie dla innych grzybów. Dokładna natura tego związku wciąż nie jest jasna, lecz zdaje się, że zabijają inne grzyby toksyną a następnie konsumują je stosując połączenie enzymów litycznych. Sugeruje to, że faktycznie są mikrobiologicznymi drapieżnikami. To antagonistyczne zachowanie doprowadziło do wykorzystania ich jako środków kontroli biologicznej przy pewnych grzybach powodujących choroby roślin. Z drugiej strony, mogą być one poważnymi szkodnikami w podściółkach uprawianych grzybów. Gatunki Trichoderma są powszechne w glebie (zwłaszcza nasiąkniętej wodą), w łajnie, i na butwiejących materiałach roślinnych.

Klasyfikacja: Hypocreaceae.
Holomorfy: Hypocrea, Podostroma.
Odn: Bissett, 1984, 1991a,b,c; Chaverri i Samuels, 2003; Gams, 2006; Rifai 1969; Samuels et al., 1998.


Trichophyton


Trichophyton mentagrophytes

Charakteryzuje się bezbarwnymi zarodnikami (konidia), które są niemal przytwierdzone na stałe i wytwarzane zazwyczaj prostopadle do włókna rodnego, lub jako zakończeniowe nabrzmienia. Większość konidiów jest jedno- lub dwukomórkowa (mikrokonidia) lecz przynajmniej kilka jest więcej niż dwukomórkowych (makrokonidia). Podobne do Chrysosporium. Występują zazwyczaj jako pasożyt skóry na człowieku i zwierzętach lecz sporadycznie izolowane są z gleby, skóry, piór, itd. Zdjęcie z lewej ukazuje strzępki Trichophyton rubrum rosnące na płatku martwej skóry zeskrobanej z zakażonego pacjenta. Zdjęcie z prawej ukazuje konidia widoczne w czystej kulturze.

Klasyfikacja: Arthrodermataceae (Onygenales).
Holomorfy: Arthroderma.
Odn: Ajello, 1968; Ajello, Georg, Kaplan, i Kaufman 1963; Beneke 1958; Rebell i Taplin 1970.


Trichothecium


Trichothecium roseum

Zarodniki (konidia) są dwukomórkowe bezbarwne do różowych, dwustronnie symetryczne i wytwarzane retrogresywnie w długich łańcuchach z nierozgałęzionych konidioforów. Najmłodszy zarodnik jest na spodzie łańcucha i jest zawsze przyczepiony ukośnie do konidioforu. Występują w glebie i butwiejących materiałach roślinnych, często stwierdzane jako epipasożyt na Czarnej Kępce wiśni.

Klasyfikacja: Bionectriaceae (Hypocreales).
Holomorfy: Hypomyces.
Odn: Rifai i Cooke 1966.


Trichurus


brak obrazka

Brązowe konidiofory są zjednoczone tworząc duży kompleks cylindrycznych struktur (synnema) dźwigających na górnej połowie gęstą warstwę annelid. Z pomiędzy annelid wystają zakrzywione do prostych, sterylne włoski. Zarodniki (konidia) są bezbarwne do brązowych i wytwarzane są w łańcuchach ze szczytów annelid. Podobne i być może kongeneryczne z Cephalotrichum.

Shoemaker i Kokko (1977) omówili cztery gatunki, a Udagawa et al (1985) dodał piąty, Trichurus dendrocephalus. Gatunki te można odróżnić po następującym kluczu:

1. Sterylne włoski proste - 2.
1. Sterylne włoski zakrzywione i ewidentnie faliste - 3.
2. Sterylne włoski zazwyczaj nierozgałęzione. Zarodniki 4-9 x 3 µ - Trichurus cylindricus.
2. Sterylne włoski rozwidlone. Zarodniki 3,0-6,0 x 2,0-3,5 µ - Trichurus terrophilus.
3. Sterylne włoski rozgałęzione - Trichurus dendrocephalus.
3. Sterylne włoski nierozgałęzione - 5.
4. Zarodniki popielato szare w masie - Trichurus gorgonifer.
4. Zarodniki żółtobrązowe w masie - Trichurus spiralis.

Występują w glebie, łajnie, i szczątkach roślinnych.

Klasyfikacja: Microascaceae.
Holomorf nieznany.
Odn: Ellis 1971; Shoemaker i Kokko 1977; Swart 1964; Udagawa et al 1985.


Ulocladium


Ulocladium chartarum

Charakteryzują się ciemnymi konidioforami dźwigającymi konidia dzięki porze w kilku punktach na długości. Konidia są ciemno brązowe, bardziej lub mniej jajowate do walcowatych, i podzielone są na kilka komórek poprzecznymi i podłużnymi ściankami. Występują w glebie i na martwych lub umierających roślinach.

Klasyfikacja: Pleosporaceae (Pleosporales).
Holomorfy: Choć żadnych teleomorfów w Pleosporaceae nie powiązano z gatunkami Ulocladium, dr Lee Bonar, pionierski kalifornijski mikolog, opublikował dowód, że Lasiobotrys affinis, przedstawiciel Venturiaceae (Pleosporales) wytworzył w kulturze anamorf Ulocladium (Bonar, 1928). Obserwacji tej dokonał przy kilku okazjach i opublikował doskonałe ilustracje. Jego dowód wydaje się wiarygodny i powinien być dalej badany.
Odn: Ellis 1971, 1976; Simmons 1967.


Verticillium


Verticillium theobromae

Charakteryzują się spiralami fialid wytwarzanych na całej długości niezróżnicowanych włókien lub na konidioforach. Bezbarwne do jasnokolorowych jedno- lub dwukomórkowe zarodniki (konidia) zbierają się w mokrych masach. Powszechne w glebie i butwiejącej materii roślinnej; powodują także choroby roślin. Niektóre gatunki, takie jak Verticillium lecanii z powyższych zdjęć, są pasożytami innych grzybów.

Klasyfikacja: Plectosphaerellaceae (Sordariomycetidae).
Holomorfy: Według Seifert et al. (2011) nie zidentyfikowano żadnych holomorfów u Verticillium w ściślej określonym znaczeniu. Jednakże, w szerszym ujęciu, i tutaj, powszechniej określane anamorfy podobne do Verticillium znane są w Cordyceps, Nectria, Torrubiella, oraz być może w innym rodzaju Hypocreomycetidae.
Odn: Gams 1971.


Wardomyces


Wardomyces anomala

Najwyraźniejszą cechą są konidia, jedno- lub dwukomórkowe, ciemnobrązowe, w kształcie pocisku lub jajowate, płaskie przy podstawie, i z bezbarwną linią lub szczeliną rostkową z jednej strony. Powstają na pionowych, rozgałęzionych konidioforach. Występują na łajnie, glebie, oraz mięsie przechowywanym w chłodzie.

Klasyfikacja: Microascaceae.
Holomorfy: Microascus.
Odn: Ellis 1971, 1976.


Drożdże


Złożona grupa grzybów przypominających się nawzajem istnieniem jako pojedyncze komórki, które "pączkują" bezpośrednio by utworzyć nowe komórki. Kolonie są z wyglądu pastowate. Niektóre drożdże mogą tworzyć askospory wewnątrz swoich komórek. Powszechne w wilgotnych siedliskach i często zdolne do wzrostu przy obniżonych poziomach tlenu. Zobacz omówienie drożdży w szerszym temacie o rozwoju grzybów.

Zdjęcia powyżej z lewej ilustrują Saccharomyces cerevisiae, drożdże stosowane przy wzroście chleba i warzeniu piwa. To z prawej to prawdopodobnie Pichia membranaefaciens, gatunek występujący w rozmaitych siedliskach. Często kolonizuje przechowywaną żywność, na której może tworzyć cienką warstwę na powierzchni. Zdjęcie kolejne ukazuje słoik oliwek skolonizowany przez Pichia membranaefaciens.

Holomorfy: różne i nie koniecznie ze sobą powiązane.
Odn: Arx, Rodrigues de Miranda, Smith, i Yarrow 1977; Kurtzman et al., 2011.


Zygospory pleśniakowców

Struktury te reprezentują płciowo reprodukowane zarodniki kilku rodzajów Mucorales. Są one zazwyczaj ciemne, chropowate, jednokomórkowe, i przyłączone do włókien krótkimi komórkami zwanymi wieszadełkami. Rzadziej występują poza bezpłciowymi strukturami owocnikującymi i normalnie nie są wykorzystywane wyłącznie w celach identyfikacyjnych.

Klasyfikacja: Mucorales (Zygomycota).
Ref: Schipper, Samson, i Stalpers 1975; Zycha i Siepmann 1970.

BIBLIOGRAFIA

Do identyfikowania grzybów potrzebne są często wyspecjalizowane leksykony. Przedstawiona tu bibliografia zawiera wiele takich odniesień. Niestety, wielu z nich nie można znaleźć w mniejszych bibliotekach społecznych i muszą być poszukiwane w zbiorach uniwersyteckich i rządowych. Niektóre z tych dużych bibliotek mogą być odwiedzane przez każdego, lecz wiele innych jest generalnie niedostępna. Najlepszym sposobem na zobaczenie specjalistycznej publikacji jest poproszenie swojego bibliotekarza o wypożyczenie międzybiblioteczne. Wypożyczenia międzybiblioteczne mogą potrwać kilka tygodni, lecz zazwyczaj są dostępne.


  1. Aa, H.A. van der, M.E. Noordeloos and J. de Gruyter. 1990. Species concepts in some larger genera of the Coelomycetes in W. Gams K. A. Seifert, H. A. van der Aa and R. A. Samson. Developments in the taxonomy of anamorphic fungi. CBS Stud. Mycol. 32.
  2. Ainsworth, G.C. 1971. Ainsworth and Bisby's Dictionary of the Fungi. Commonwealth Mycol. Inst., Kew
  3. Ainsworth, G.C., F.K. Sparrow, and A.S. Sussman. 1973. The Fungi: An Advanced Treatise, vol. IVa and IVb. Academic Press, New York
  4. Ajello L. 1968. A taxonomic review of the dermatophytes and related species. Sabouraudia 1968; 6:147-159.
  5. Ajello, L., L.K. Georg, W. Kaplan, and L.Kaufman. 1963. Laboratory Manual for Medical Mycology. U.S. Publ. Health Serv. Publ. 994
  6. Ames, L.M. 1963. A Monograph of the Chaetomiaceae. U.S. Army Res. Dev. Ser. 2
  7. Arambarri, A.M. and M.N. Cabello. 1996. Circinella lacrymispora sp. nov. A new mucoral isolated from Argentine soils. Mycotaxon 57: 145-149.
  8. Arx, J.A. von. 1981. The Genera of Fungi Sporulating in Pure Culture. J. Cramer, Vaduz
  9. Arx, J.A., J. Guarro and M.J. Figueras. 1986. The ascomycete genus Chaetomium. Nova Hedwigia Beiheft 14: 1-162.
  10. Arx, J.A. von, L. Rodrigues de Miranda, M.T. Smith, and D. Yarrow. 1977. The Genera of Yeasts and Yeast-like Fungi. C.B.S. Stud. Mycol. 14
  11. Aveskamp M., Gruyter H. de, Woudenberg J., Verkley G., Crous P.W. 2010. Highlights of the Didymellaceae: A polyphasic approach to characterise Phoma and related pleosporalean genera. Stud. Mycol. 65: 1-60.
  12. Barnett, H.L., and B.B. Hunter. 1987. Illustrated Genera of Imperfect Fungi. MacMillan Publ. Co., New York.
  13. Barnett, J.A., and R.J. Pankhurst. 1974. A New Key to the Yeasts. North Holland Publ. Co., Amsterdam
  14. Barron, G.L. 1962. New species and new records of Oidiodendron. Can. J. Bot.40: 589-607
  15. Barron, G.L. 1968. The Genera of Hyphomycetes from Soil. Williams and Wilkins, Baltimore
  16. Barron, G.L 1977. The Nematode-Destroying Fungi. Canadian Biol. Publ., Guelph, Ontario
  17. Beneke, E.S. 1958. Medical Mycology Laboratory Manual. Burgess Publ. Co., Minneapolis
  18. Bensch, K, U. Braun, J.Z. Groenewald, and P.W. Crous. 2012. The genus Cladosporium. Stud. Mycol. 72, 401 pages.
  19. Bestagno Biga, M.L., R. Ciferri, and G. Bestagno. 1958. Ordinamento artificiale delle specie del genere Coniothyrium. Sydowia 12: 258-320
  20. Bissett, J. 1979. Mariannaea and Paecilomyces. Fungi Canadenses 151-60. Canada Agric., Ottawa
  21. Bissett, J. 1984. A revision of the genus Trichoderma. I. Section Longibrachiatum sec. nov. Can. J. Bot. 62: 924-931.
  22. Bissett, J. 1991a. A revision of the genus Trichoderma. II. Infrageneric classification. Can. J. Bot. 69: 2357-2372.
  23. Bissett, J. 1991b. A revision of the genus Trichoderma. III. Section Pachybasium. Can. J. Bot. 69: 2373-2417.
  24. Bissett, J. 1991c. A revision of the genus Trichoderma. IV. Additional notes on section Longibrachiatum. Can. J. Bot. 69: 2418-2420.
  25. Blaser, P. 1976. Taxonomische und physiologische Untersuchungen über die Gattung Eurotium Link ex Fr. Sydowia 28: 1-49
  26. Boerema, G.H. 1993. Contribution toward a monograph of Phoma (Coelomycetes) - II. Section Peyronellaea. Persoonia 15: 197-221.
  27. Boerema, G.H., J. de Gruyter and H.A van Kesteren. 1994. Contribution toward a monograph of Phoma (Coelomycetes) - III. 1. Section Plenodomus: taxa often with a Leptosphaeria teleomorph. Persoonia 15: 431-487.
  28. Boerema G.H., J. de Gruyter, M.E. Noordeloos, and M.E.C. Hamers. (2004). Phoma identification manual. Differentiation of specific and infra-specific taxa in culture. CABI publishing, Wallingford, U.K.
  29. Boerema, G.H., and M.M.J. Dorenbosch. 1973. The Phoma and Ascochyta Species described by Wollenweber and Hochapfel in Their Study on Fruit-Rotting. C.B.S. Stud. Mycol. 3
  30. Bonar, L. 1928. Studies on Some California Fungi. Mycologia 20: 292-300
  31. Booth, C. 1971a. Fungal culture media. In C. Booth (ed.),Methods in Microbiology, vol. 4. Academic Press, New York
  32. Booth, C. 1971b. The genus Fusarium. Commonwealth Mycol. Inst., Kew
  33. Booth, C. 1971c. Methods in Microbiology, vol. 4. Academic Press, New York
  34. Booth, C. 1977. Fusarium. Laboratory Guide to the Identification of the Major Species
  35. Burgess, L. W., C. M. Liddell and B. A. Summerell. 1988. Laboratory manual for Fusarium research, 2nd ed. University of Sydney, Sydney.
  36. Carmichael, J.W. 1957. Geotrichum candidum. Mycologia 49: 820-830
  37. Carmichael, J.W. 1962. Chrysosporium and some other aleuriosporic hyphomycetes. Can. J. Bot. 40: 1137-73
  38. Carmichael, J.W., W.B. Kendrick, I.L. Connors, and L. Sigler. 1980. Genera of Hyphomycetes. Univ. Alberta Press, Edmonton
  39. Chaverri, P. and Samuels, G.J. 2003. Hypocrea/Trichoderma (Ascomycota, Hypocreales, Hypocreaceae): species with green ascospores. Stud. Mycol. 48: 1-116.
  40. Cole, G.T., and B. Kendrick. 1973. Taxonomic studies of Phialophora. Mycologia 65: 661-88
  41. Cooke, R.C. 1967. Monacrosporium globosporum sp. nov. and other network-forming nematode-trapping species. Trans. Brit. Mycol. Soc. 50: 515-18
  42. Cooke, R.C. 1969. Candelabrella cylindrospora sp. nov. and notes on the taxonomy of nematode-trapping species of Dactylaria. Trans. Brit. Mycol. Soc. 53: 475-8
  43. Cooke, R.C., and C.H. Dickinson. 1965. Nematode-trapping species of Dactylella and Monacrosporium. Trans. Brit. Mycol. Soc. 48: 621-9
  44. Cooke, R.C., and B.E.S. Godfrey. 1964. A key to the nematode-destroying fungi. Trans. Brit. Mycol. Soc. 47: 61-74
  45. Crous, P.W., U. Braun, K. Schubert and J.Z. Groenewald (eds.). 2007. The genus Cladosporium and similar dematiaceous hyphomycetes. CBS Stud. Mycol. 58.
  46. Currah, R.S. 1985. Taxonomy of the Onygenales: Arthrodermataceae, Gymnoascaceae, Myxotrichaceae and Onygenaceae. Mycotaxon 24: 1-216.
  47. Currah, R.S. 1988. An annotated key to the genera of the Onygenales. Systema Ascomycetum 7: 1-12.
  48. Dela Cruz, T.E., B. Schulz, M. Komon-Zelazowska and I. Druzhinina. 2006. Conidial morphology: homology or homoplasy? The analysis of molecular data shows that marine Dendryphiella species do not belong to the genus Scolecobasidium. Proc. of 8th International Mycological Congress", Cairns, pg. 7.
  49. Domsch, K. H., W. Gams and T.-H. Anderson. 1980. Compendium of Soil Fungi. Academic Press, London. Vol. I, 859 p. and II, 405 p.
  50. Dorenbosch, M.M.J. 1970. Key to nine ubiquitous soil-borne Phoma-like fungi. Persoonia 6: 1-14
  51. Dring, D.M. 1971. Techniques for microscopic preparation. In C. Booth (ed.), Methods in Microbiology, vol. 4. Academic Press, New York
  52. Ellis, M.B. 1971. Dematiaceous Hyphomycetes. Commonwealth Mycol. Inst., Kew
  53. Ellis, M.B. 1976. More Dematiaceous Hyphomycetes. Commonwealth Mycol. Inst., Kew
  54. Fuller, M.S. (ed). 1978. Lower Fungi in the Laboratory. Univ. Georgia Press,Athens
  55. Gams, W. 1969. Gliederungsprincipien in der Gattung Mortierella. Nova Hedw.18: 30-44
  56. Gams, W. 1971. Cephalosporium-artige Hyphomyceten. G. Fisher, Stuttgart
  57. Gams, W. 1977. A key to the species of Mortierella. Persoonia 9: 381-91
  58. Gams, W. (Ed.). 2006. Hypocrea and Trichoderma studies marking the 90th birthday of Joan M. Dingley. Stud. Mycol. 56: 1-177.
  59. Gerlach, W. and H. Nirenberg. 1982. The genus Fusarium - a pictorial atlas. Mitt. Biol. Bund. Land-Forst. 209.
  60. Gilman, J.C. 1957. A Manual of Soil Fungi. 2nd ed. Iowa State Coll. Press,Ames
  61. Glare TR, Inwood AJ. 1998. Morphological characterization of Beauveria spp. from New Zealand. Mycol Res 102: 250-256.
  62. Gravesen, S., J.C. Frisvad and R.A. Samson. 1994. Microfungi. Munksgaard, Capenhagen.
  63. Gregory, P.H. 1973. The Microbiology of the Atmosphere. Leonard Hill, Aylesbury, UK.
  64. Gruyter, J. and M.E. Noordeloos. 1992. Contribution toward a monograph of Phoma (Coelomycetes) - I. 1. Section Phoma: taxa with very small conidia in vitro. Persoonia 15: 71-92.
  65. Guba, E.F. 1961. Monograph of Monochaetia and Pestalotia. Harvard Univ.Press, Cambridge, Mass.
  66. Haard, K. 1968. Taxonomic studies on the genus Arthrobotrys. Mycologia 60: 1140-59
  67. Hayes, M.A. 2012. The Geomyces fungi: ecology and distribution. BioScience 62: 819-823.
  68. Hennebert, G.L. 1968. Echinobotryum, Wardomyces and Mammaria. Trans. Brit.Mycol. Soc. 51: 749-62
  69. Hennebert, G.L. 1973. Botrytis and Botrytis-like genera. Persoonia 7: 183-204
  70. Hesseltine, C.W., and D.I. Fennell. 1955. The genus Circinella. Mycologia47: 193-212
  71. Holt, J.G. (ed.) 1994. Bergey's manual of determinative bacteriology, 9th edition. Williams and Wilkins, Baltimore.
  72. Hoog, G.S. de. 1972. The Genera Beauveria, Isaria, Tritirachium and Acrodontium gen. nov. C.B.S. Stud. Mycol. 1
  73. Hoog, G.S. de. 1974. The Genera Blastobotrys, Sporothrix, Calcarisporium and Calcarisporiella gen. nov. C.B.S. Stud. Mycol. 7
  74. Hoog, G.S. de. 1993. Sporothrix-like anamorphs of Ophiostoma species and other fungi, in Wingfield, M.J., K.A. Seifert, and J.F. Webber. Ceratocystis and Ophiostoma: taxonomy, ecology and pathogenicity. APS Press, St. Paul, Minnesota.
  75. Hoog, G.S. de and J. Guarro. 1995. Atlas of clinical fungi. C.B.S., Baarn, The netherlands.
  76. Hoog, G.S. de, and E.J. Hermanides-Nijhoff. 1977. The Black Yeasts and Allied Hyphomycetes. C.B.S. Stud. Mycol. 15
  77. Hoog, G.S. de, M.TH. Smith and E. GuÚho. 1986. A revision of Geotrichum. C.B.S. Stud. Mycol. 131
  78. Hoog, G.S. de and M.TH. Smith. 2011. Geotrichum Link: Fries (1832) in Kurtzman, C.P., Fell, J.W. and Boekhout, T. (Eds). The yeasts: a taxonomic study, fifth edition. Vol. 2: 1279-1286. Elsevier, Amsterdam.
  79. Hoog, G.S. de, Yurlova, N.A., 1994. Conidiogenesis, nutritional, physiology and taxonomy of Aureobasidium and Hormonema. Antonie van Leeuwenhoek 65, 41-54.
  80. Ingold, C.T. 1953. Dispersal in Fungi. Oxford Univ. Press, London
  81. Inui, T., Y. Takeda, and H. Iizuka. 1965. Taxonomical studies on genus Rhizopus. J. Gen. Appl. Microbiol. 11, suppl.
  82. Jarvis, W.R. 1977. Botryotinia and Botrytis species: taxonomy, physiology and pathogenicity. Agriculture Canada, Monograph No. 15.
  83. Joly, P. 1964. Le genre Alternaria. Encyle. Mycol. 33
  84. Jong, S.C., and E.E. Davis. 1976. Contibution to the knowledge of Stachybotrys and Memnoniella in culture. Mycotaxon 3: 409-85
  85. Kang, J.C., K.D. Hyde, and R.Y.C. Kong. 1999. Studies on Amphisphaeriaceae: The Amphisphaeriaceae (sensu stricto). Mycol. Res. 103: 53-64.
  86. Klich, M.A. 2002. Identification of common Aspergillus species. CBS, Utrecht.
  87. Klich, M.A. and J.I. Pitt. 1988. A laboratory guide to the common Aspergillus species and their teleomorphs. CSIRO, North Ryde, Australia. 116 pages.
  88. Kohlmeyer, J. and B. Volkmann-Kohlmeyer. 1991. Illustrated key to the filamentous higher marine fungi. Botanica Marina 34: 1-61.
  89. Kulik, M.M. 1968. A compilation of descriptions of new Penicillium species. U.S. Dept. Agric. Handb. 351
  90. Kurtzman, C.P., Fell, J.W. and Boekhout, T. (Eds). 2011. The yeasts: a taxonomic study, fifth edition. 3 Vols. Elsevier, Amsterdam.
  91. Lachance, M.-A., Boekhout, T., Scorzetti, G., Fell, J.W. and Kurtzman, C.P. 2011. Candida Berhkout (1923) in Kurtzman, C.P., Fell, J.W. and Boekhout, T. (Eds). The yeasts: a taxonomic study, fifth edition. Vol. 2: 987-1278. Elsevier, Amsterdam.
  92. Lilly, V.G. 1965. The chemical environment for fungal growth. I. Media, Media, macro- and micro-nutrients. In G.C. Ainsworth, and A.S. Sussman (eds.), the Fungi: An Advanced Treatise, vol. I. Academic Press, New York
  93. McGinnis, M.R. 1980. Laboratory Handbook of Medical Mycology. Academic Press, New York
  94. Marx, D.H. 1969. The influence of ectotrophic mycorrhizal fungi on the resistance of pine roots to pathogenic infections. I. Antagonism of mycorrhizal fungi to root pathogenic fungi and soil bacteria. Phytopathol. 59: 153-63
  95. Matsushima, T. 1975. Icones Fungorum A Matsushima Lectorum. Publ. by the author, Kobe, Japan
  96. Morquer, R., G. Viala, J. Rouch, J. Fayret, and G. Bergé. 1963. Contributiona l'étude morphogénique du genre Gliocladium. Bull. Soc. Mycol. France 79: 137-241
  97. Morrall, R.A.A. 1968. Two new species of Oidiodendron from boreal forest soils. Can. J. Bot. 46: 203-6
  98. Morton, F.J., and G. Smith. 1963. The Genera Scopulariopsis, Microascus and Doratomyces. Mycol. Pap. Commonwealth Mycol. Inst. 86
  99. Nag Raj, T.R. 1993. Coelomycetous anamorphs with appendage-bearing conidia. Mycologue Publications, Waterloo, Ontario, Canada.
  100. Nelson, P. E., T. A. Toussoun and W. F. O. Marassas. 1983. Fusarium species, an illustrated manual for identification. Pennsylvania State University, University Park and London.
  101. O'Donnell, K. 1979. Zygomycetes in Culture. Dept. of Botany, Univ. of Georgia
  102. Orr, F.G., H.H. Kuehn, and O.A. Plunkett. 1963. The genus Gymnoascus Baranetzky. Mycopathol. Mycol. Appl. 21: 1-18
  103. Pitt, J. 1980. The Genus Penicillium. Academic Press, New York
  104. Pitt, J. 1985. A aboratory guide to common Penicillium species. CSIRO, North Ryde, Australia. 185 pages.
  105. Ramirez, C. 1982. Manual and Atlas of the Penicillia. Elsevier Biomedical Press, New York.
  106. Raper, K.B., and D.I. Fennell. 1965. The Genus Aspergillus. Williams and Wilkins Co., Baltimore
  107. Raper, K.B., and C. Thom. 1949. A. Manual of the Penicillia. Williams and Wilkins Co., Baltimore
  108. Pfister, D.H. 1994. Orbilia fimicola, a nematophagous discomycete and its Arthrobotrys anamorph. Mycologia 86:451-453.
  109. Pfister, D.H. 1997. Castor, Pollux and Life Histories of Fungi. Mycologia 89:1-23.
  110. Pfister, D.H., and M.E. Liftik 1995. Two Arthrobotrys anamorphs from Orbilia auricolor. Mycologia 86:451-453.
  111. Rebell, G., and D. Taplin. 1970. Dermatophytes: Their Recognition and Identification. Univ. Miami Press, Coral Gables
  112. Rehner, S.A and Buckley, E. 2005. A Beauveria phylogeny inferred from nuclear ITS and EF1-{alpha} sequences: evidence for cryptic diversification and links to Cordyceps teleomorphs. Mycologia, 97(1), 2005, pp. 84-98.
  113. Rice, A.V. and R.S. Currah. 2005. Oidiodendron: A survey of the named species and related anamorphs of Myxotrichum. Stud. Mycol. 53:83-120.
  114. Rifai, M.A. 1969. A Revision of the Genus Trichoderma. Mycol. Pap. Commonwealth Mycol. Inst. 116
  115. Rifai, M.A. 1975. Geniculifera nom. nov. Mycotaxon 2: 214-16
  116. Rifai, M.A., and R.C. Cooke. 1966. Studies on some didymosporous genera of nematode-trapping hyphomycetes. Trans. Brit. Mycol. Soc. 49: 147-68
  117. Rubner, A. 1996. Revision of predacious Hyphomycetes in the Dactylella-Monacrosporium complex. C.B.S. Stud. Mycol. 39.
  118. Samson, R.A. 1974. Paecilomyces and Some Allied Hyphomycetes. C.B.S. Stud.Mycol. 6
  119. Samson, R.A. 1979. A Compilation of the Aspergilli Described since 1965. C.B.S. Stud. Mycol. 18
  120. Samson, R.A. and Frisvad, J.C. (Eds.) 2004. Penicillium subgenus Penicillium: new taxonomic schemes, mycotoxins and other extrolites. Stud. Mycol. 49. i-vi + 1-251.
  121. Samson, R.A., Hoekstra, E.S. and Frisvad, J.C. 2004. Introduction to Food - and Airborne Fungi, Seventh Edition. CBS, Utrecht
  122. Samson, R.A. and Houbraken, J. (Eds.). 2011. Phylogenetic and taxonomic studies on the genera Penicillium and Talaromyces. Stud. Mycol. 70, 183 pages.
  123. Samson, R.A., A.C. Stolk, and R. Hadlok. 1976. Revision of the Subsection Fasciulata of Penicillium and Some Allied Species. C.B.S. Stud. Mycol. 11
  124. Samson R.A. and J. Varga. 2007. Aspergillus systematics in the genomic era. CBS Stud. Mycol. 59.
  125. Samson, R.A., Varga, J. and Frisvad, J.C. (Eds.) 2011. Taxonomic studies on the genus Aspergillus. Stud. Mycol. 69. 96 pages.
  126. Samuels, G.J., Petrini, O., Kuhls, K., Lieckfeldt, E. and Kubicek, C.P. 1998. The Hypocrea schweinitzii complex and Trichoderma sect. Longibrachiatum. Stud. Mycol.: 41: 1-54.
  127. Schipper, M.A.A. 1978. On certain species of Mucor with a key to all accepted species. C.B.S. Stud. Mycol. 17
  128. Schipper, M.A.A. 1984. A revision of the genus Rhizopus. I. The Rhizopus stolonifer-group and Rhizopus oryzae. Stud. Mycol. 25:1-19.
  129. Schipper, M.A.A., R.A. Samson, and J.A. Stalpers. 1975. Zygospore ornamentation in the genera Mucor and Zygorhynchus. Persoonia 8: 321-8
  130. Schipper, M.A.A., and Stalpers, J.A. 1984. A revision of the genus Rhizopus. II. The Rhizopus microsporus-group. Stud. Mycol. 25:20-34.
  131. Schneider, R. 1979. Die Gattung Pyrenochaeta De Notaris. Mitt. Biol. Bundesanst. Land-Forstw. Berlin-Dahlem 189: 1-73
  132. Schol-Schwarz, M.B. 1959. The genus Epicoccum. Trans. Brit. Mycol. Soc.42: 149-73
  133. Schol-Schwarz, M.B. 1970. Revision of the genus Phialophora. Persoonia 6: 59-94
  134. Scott, De B. 1968. The Genus Eupenicillium Ludwig. CSIR Res. Rep. 272(Pretoria, S. Africa)
  135. Scott, J.A. 2001. Studies on indoor fungi. Ph.D. Thesis, University of Toronto.
  136. Seaver, F.J. 1951. The North American Cup Fungi (Inoperculates). Publ. by the author, New York
  137. Seifert, K.A. 2000. ASP45, a synoptic key to common species of Aspergillus in Samson, R.A. and J.I. Pitt. Integration of modern taxonomic methods for Penicillium and Aspergillus. Harwood Academic Publishers, Amsterdam.
  138. Seifert, K.A. and G. Okada. 1993. Graphium anamorphs of Ophiostoma species and similar anamorphs of other ascomycetes, in Wingfield, M.J., K.A. Seifert, and J.F. Webber. Ceratocystis and Ophiostoma: taxonomy, ecology and pathogenicity. APS Press, St. Paul, Minnesota.
  139. Seifert, K.A., G. Morgan-Jones, W. Gams and B. Kendrick. 2011. The Genera of Hyphomycetes. CBS-KNAW Biodiversity Centre, Utrecht. 997 pages.
  140. Seth, H.K. 1970. A Monograph of the Genus Chaetomium. Beih. Nova Hedw. 37
  141. Shoemaker, R.A., and E.G. Kokko. 1977. Trichurus spiralis. Fungi Canadenses 100. Canada Agric., Ottawa.
  142. Simmons, E. G. 1967. Typification of Alternaria, Stemphylium, and Ulocladium. Mycologia 59:67-92.
  143. Simmons, E. G. 1981. Alternaria themes and variations. Mycotaxon 13:16-34.
  144. Simmons, E. G. 1982a. Alternaria themes and variations (7-10). Mycotaxon 14:17-43.
  145. Simmons, E. G. 1982b. Alternaria themes and variations (11-13). Mycotaxon 14:44-57.
  146. Simmons, E. G. 1986a. Alternaria themes and variations (14-16). Mycotaxon 25:195-202.
  147. Simmons, E. G. 1986b. Alternaria themes and variations (17-21). Mycotaxon 25:203-216.
  148. Simmons, E. G. 1986c. Alternaria themes and variations (22-26). Mycotaxon 25:287-308.
  149. Simmons, E. G. 1990. Alternaria themes and variations (27-53). Mycotaxon 37:79-119.
  150. Simmons, E. G. 1993a. Alternaria themes and variations (54-62). Mycotaxon 46:171-199.
  151. Simmons, E. G. 1993b. Alternaria themes and variations (63-72). Mycotaxon 48:91-107.
  152. Simmons, E. G. 1993c. Alternaria themes and variations (73). Mycotaxon 48:109-140.
  153. Simmons, E. G. 1994a. Alternaria themes and variations (74-105). Mycotaxon 50:219-270.
  154. Simmons, E. G. 1994b. Alternaria themes and variations (106-111). Mycotaxon 50:409-427.
  155. Simmons, E. G. 1995. Alternaria themes and variations (112-144). Mycotaxon 55:55-163.
  156. Simmons, E. G. 1996a. Alternaria themes and variations (145-149). Mycotaxon 57:391-409.
  157. Simmons, E. G. 1996b. Alternaria themes and variations (150). Mycotaxon 59:319-335.
  158. Simmons, E. G. 1997. Alternaria themes and variations (151-223). Mycotaxon 65:1-91.
  159. Simmons, E. G. 1998. Alternaria themes and variations (226-235). Mycotaxon 70:263-323.
  160. Simmons, E. G. 1999. Alternaria themes and variations (236-243). Mycotaxon 70:325-369.
  161. Simmons, E. G. 2000. Alternaria themes and variations (244-286). Mycotaxon 75:1-115.
  162. Sigler, L., and J.W. Carmichael. 1976. Taxonomy of Malbranchia and some other hyphomycetes with arthroconidia. Mycotaxon 4: 349-488
  163. Simmons, E.G. 1967. Typification of Alternaria, Stemphylium and Ulocladium. Mycologia 59: 67-92
  164. St-Germain, G. and R. Summerbell. 1996. Identifying filamentous fungi: a clinical laboratory handbook. Star Publ. Co., Belmont, California.
  165. Stalpers, J.A. 1974. Revision of the genus Oedocephalum (Fungi Imperfecti). Kon. ned. Akad. Wetens. Ser. C, 77: 383-401
  166. Stevens, R.B. (ed.). 1974. Mycology Guidebook. Univ. Wash. Press, Seattle
  167. Stolk, A.C., and R.A. Samson. 1972. The Genus Talaromyces. Studies on Talaromyces and Related Genera. II. C.B.S. Stud. Mycol. 2
  168. Stolk, A.C., and R.A. Samson. 1983. The ascomycete genus Eupenicillium and related Penicillium anamorphs. C.B.S. Stud. Mycol. 23.
  169. Sugita, T. 2011. Trichosporon Behrend (1890) in Kurtzman, C.P., Fell, J.W. and Boekhout, T. (Eds). The yeasts: a taxonomic study, fifth edition. Vol. 3: 2015-2062. Elsevier, Amsterdam.
  170. Suh, S. and M. Blackwell. 2006. Three new asexual arthroconidial yeasts, Geotrichum carabidarum sp. nov., Geotrichum histeridarum sp. nov. and Geotrichum cucujoidarum sp. nov., isolated from the guts of insects. Mycol. Res. 110: 220-228.
  171. Sutton, B.C. 1973. Hyphomycetes from Manitoba and Saskatchewan, Canada. Mycol. Pap. Commonwealth Mycol. Dist. 132
  172. Sutton, B.C. 1980. The Coelomycetes. Commonwealth Mycological Institute, Kew.
  173. Swart, H.J. 1964. A study of the production of coremia in three species of the genus Trichurus. Antonie van Leeuwenhoek 30: 257-60
  174. Takeo, K., Hoog, G.S. de, 1991. Karyology and hyphal characters as taxonomic criteria in Ascomycetous black yeasts and related fungi. Antonie van Leeuwenhoek 60, 35-42.
  175. Tokumasu, S. 1973. Notes on Japanese Oidiodendron. Trans. Mycol. Soc. Japan 14: 246-55
  176. Tulloch, M. 1972. The genus Myrothecium. Mycol. Pap. Commonwealth Mycol.Inst. 130
  177. Udagawa, S.-I., Y. Horie and S.K. Abdullah. 1985. Trichurus dendrocephalus sp. nov. from Iraqi soil. Mycotaxon 23: 253-259.
  178. Untereiner, W.A., N.A. Straus and D. Malloch. 1995. A molecular-morphotaxonomic approach to the systematics of the Herpotrichiellaceae and allied black yeasts. Mycol. Res. 99: 897-913.
  179. Van Oorschot, C.A.N. 1980. A Revision of Chrysosporium and Allied Genera. C.B.S. Stud. Mycol. 20
  180. Van Oorschot, C.A.N. 1985. Taxonomy of the Dactylaria complex, V. A review of Arthrobotrys and related genera. C.B.S. Stud. Mycol. 26.
  181. Vries, G.A. de. 1952. Contribution to the Knowledge of the Genus Cladosporium. Hollandia Press, Baarn
  182. Waksman, S.A. 1961. The Actinomycetes, vol. II. Williams and Wilkins Co., Baltimore
  183. Wang, C.J.K. Microfungi in Wang, C.J.K. and R.A. Zabel (Eds.). 1990. Identification manual for fungi from utility poles in the eastern United States. American Type Culture Collection, Rockville, Md.
  184. Wang, C.J.K. and R.A. Zabel (Eds.). 1990. Identification manual for fungi from utility poles in the eastern United States. American Type Culture Collection, Rockville, Md.
  185. Zambettakis, C. 1954. Recherches sur la systÚmatique des Sphaeropsidales-Phaeodidymae. Bull. Soc. Mycol. France 70: 219-350
  186. Zambettakis, C. 1955. Recherches anatomiques et biologiques sur Sphaeropsidales-Phaeodidymae des Fungi Imperfecti. Arch. Mus. Nation. Hist. Nat. 7 Ser., 3: 41-146
  187. Zycha, H., and R. Siepmann. 1969 (1970). Mucorales. Eine Beschreibung aller Gattungen und Arten dieser Pilzgruppe, mit einem Beitrag zur Gattung Mortierella von G. Linnemann. J. Cramer, Lehre
[ tłumaczenie: cjuchu ]



szukaj na psilosophy:  
 
Odsłon
od 21.06.2016



komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze

. .twój komentarz :

nick / ksywa :



komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze komentarze



PoradnikI ]   [ GatunkI ]   [ Honorowi psilodawcY ]   [ PsilosOpediuM ]   [ FaQ ]   [ ForuM ]   [ GalerY ]   [ TripograM ]   [ DarwiN ]   [ LinkI ]   [ EmaiL ]  

© psilosophy 2001-2017